Red. N. MALTA.
 viii. s. Mr. 1/3.1933
 RIGA
 Latvijas Universit?tes
 Bot?nisk? D?rza Raksti
 ACTA HORTI BOTANICI
 UNIVERSITATIS LATVIENSIS

R?g?
 19 3 3
 Latvijas Universit?tes Bot?nisk? D?rza Raksti
 Acta Horti Botanici
 Universitatis Latviensis
 VIII
 Red. N. MALTA
Izdots 1. marta 1/935. g.
 Issued 1 st March, 1935.
 Armijas spiestuve, R?ga, Muitas iela Nr. 1.
Saturs.
 Contents.
 Apinis, Arv. amid Diogu es, A. M., Data on the Ecology of
 Bryophytes I. Acidity of the Substrata of Hepaticae.
 Materi?li s?nu ekolo?ijai I. Aknu s?nu substr?ta aci-
 dit?te . ? 1? 19
 Apinis, Arv. Fertilization of Oospheres by iPlamogometes in
 Saprolegniaceae (iPireJiminary Note). Oosf?ru apaug?o?ana
 ar plainogamet?m Saprolegniaceae dzimt?. (lepriek??js
 zi?ojornrsl) , 10(3?111
 Skuja, H. und Ore Margarita, Die Flechte Coenogonium
 niigruim (Huds.) Zahlbr. und ihre Gonidie. ??rpis Coemo-
 gomium nigrum (Huds.) Zahllbr. un vi?a gonidija .... 21? 47
 Skuja, H., ?ber Trentepohlia annulata Brand. Par Trente-
 pohlia annulata Brand , ,
 ,
 . 49? 58
 Veg i s, Auseklis und Be mita. Versuche ?ber die fir?h-
 treibemde Wirikunig der Wasserb?der vom 35?100?C auf
 die T?rionen vom Stratiotes aloides L. P?t?jumi par 35?
 100?C ?dens pel?u agrdzin?ju iedarb?bu Stratiotes aloi-
 des L. tuirionos , 59?-100
 Z?me1 i s, A. Key to the East Baltie Species of AlehemiUa.
 Austrumbaltijas apgabala Aichemilla sugu noteik?anas
 atsl?ga , ; 1113>?1i26
Augu nosaukumu saraksts.
 Index.
 AlehemiUa L. 113, 120, 121, 1212, 123,
 124, 1125.
 ? acutang'Ula Bus. 115, 117, 120, 121,
 122, 126.
 ??
 f. adpresse-pi?esa Lindb. fil.
 118, 120, 121, 122, 126.
 ? aoutidens Bus., Lindb. fill. s. a. 119,
 122, 126.
 ? Alechimii Z?melis 115, 120, 121,
 122, 124, 125.
 ? alpestris Schmidt 119, 120, 121,
 122, 123, 126.
 ? arvensis (iL.) Scop. IU3, 120, 121,
 122, 125, 126.
 ? Basilii P. Smirn. 115, 122.
 ? brevioba Lindb. fil. 118, 122.
 ? conglobata Lindb. fil. 11>4, 115,
 122, 126.
 ? crinita Bus. 116, 122, 125.
 ? cymatophylla Juz. 118, 120, 121,
 122, 123, 126.
 ? decalvans Juz. 115.
 ? egens Juz. 1:13.
 ? filicaulis Bus. 114, 115, 120, 121,
 122, 125.
 ? gibberulosa Lindb. fil. 113, 122.
 ? glabricauliis Lindb. fil. 115, 120,
 121, 122, 1.25.
 ? glomerullans Bus. 118, 120, 121,
 122, 123, 126.
 ? hsptagona Juz. 117, 120, 121, 122,
 123, 126.
 ?
 hirsuticauilis Lindb. fil. 113, 120,
 121, 122, 125.
 ? Juzepczukii Alech. 115, 122, 123.
 ? leiophylla Juz. 117, 125.
 ? Lindbeirgiana Juz. 116, 122, 123.
 ? Latwinowii Juz. 114.
 ? micans Bus. 116, 120, 121, 122,
 126.
 ? minor Huds. 115, 120, 121, 122,
 125.
 ? Murbeckiana Bus. 119, 122, 123,
 125.
 ?
 nemoralis Alech. 115, 117, 122,
 123.
 AlchemiHa obtusa Bus. 119, 100, 131,
 102, 123, 126.
 ? orbicuilata Alech. lIS, 123, 124.
 ? oxyodonta Bus. 119, 122, 123, 125.
 ? pastoralis Bus. 115, 116, 120, 121,
 122, 126.
 ? plicata Bus. 114. 120, 121, 122,
 126.
 ? pratensis Schmidt 116, 120, 121,
 122, 123, 124, 126.
 ? propinqua Lindb. fil. in Juz. 114,
 115, 1120, 121, 122, 123, 125.
 ? psiloneura Juz. 119, 125.
 ? pubescems (Lam.) Bus. 113, 120,
 121, 122, 126,
 ? f. adpresse-pilosa Reinthal f.
 mova 113, 120, 121, 125.
 ? sarmatica Juz. 118, 122, 126.
 ? schistophylla Juz. 115, 125.
 ? semilunaris Alech. 117, 132, 123,
 125.
 ? ste?aris Juz. 1.17, 126.
 ? strigosuila Bus. s. Str. lil4, liiB,
 120, 121, 122, 126.
 ? subcrenata Bus. 117, 120, 121,
 122, 126.
 ? subglobosa Wested. 118. 122.
 ? vulgaris L. 124.
 ? Wiehurae Bus. 119, 120, 121, 122,
 123, 1126.
 Alictularia geoscypha De Not. 7, 12,
 15.
 Aneura 5.
 ? imcurvata Lindb. 5, 12.
 ? latifroms Lindb. 6, 12.
 ?? multifida (L.) Dum. 5, 12.
 ? pinquis Dum. 2, 5, 12, 14, 18.
 Anthoceros 14, 16, 18, 19.
 ? punctata? L. 11, 13.
 Archilegnia Apinis n. gen. 106, 108.
 ? latvica Apinis n. comb. 106, 109,
 111.
 Betula 27, 50.
 Blasia 5.
 - pusilla L. 6, 12, 14, 18.
Blepharostoma 6.
 ? trichophyllum (L.) D?ju. 5, 10, 13,
 14, 18.
 Byssus nigra Hudson 20.
 Cailypogeia 6, 10, 13.
 ? Neesiaina (Mass. et Car.) K. M?l-
 ler 10, 13, 15.
 ? Trichomanis (L.) Corda 10, 13,
 15, 19.
 Cep'hatozia 2, 6, 9, 13.
 ? bicusipidata (L.) Dum. 9, 13, 14,
 18.
 ? comnivens (Dieiks.) Spruce 10. 13,
 15, 19.
 ? lluitans (Nees) Spruce 9, 10, 13.
 ? Media Lindb. 10. 13.
 ?? plemiceps (Aust.) Lindb. 9, 13.
 Cephaloziella 6.
 Chidoscyphus pallescens (Ehrh.)
 Dum. 9, 13.
 ? polyanthus (L.) Corda 9, 13.
 Chlorella vulgaris 27.
 Chlorococcum humicolum 27.
 Chroolepus ebeneus Agardh. 20.
 Cinelidotus danubicus 7.
 Cladium mariscus 5.
 Cladophora 20.
 Coccomyxa dispar 50.
 Coenogonium 24, 27, 40.
 ? ebeneum (Dillw.) Smith. 21.
 ? germanicuim Ol?ok. 20, 30, 40, 45,
 47.
 ? nigrum (Huds.).Zahlbr. 20, 23, 2fi
 31, 32, 33, 35, 36, 40, 41, 42, 43,
 44, 45, 47, 50.
 ?
 Schmidlei 40.
 Coinferva ebenea Dililwyn 20.
 Corylus 27.
 Crocynia membranacea Hue 23.
 Cystocoleus 20, 45.
 ? ebeneus (Dillw.) Thw. 20, 45.
 Dicranum 103, 106.
 ? Bergeri 5.
 Eucalyx hyalimus (Lyell.) Breidl. 7,
 12, 14, 18.
 Fegatella 4.
 ? conica Corda 4, 12, 14, 18.
 Eossombronia 2, 5.
 ? Wondraczeki Dum. 6, 12.
 Prullania dilatata (L.) Dum. 11, 13.
 Fun ari a 5.
 Geocalyx graveolens Nees, 9, 13, 14
 Ghjeocystis rupestris 50.
 Gymnocolea imfjata (Huds.) Dum. 8,
 13, 15, 19.
 Haplomitrium 2.
 Haplozia 6, 7.
 ? hmceolata (Schrad. l Dum. 7, 12.
 14.
 ?
 ? var prolifera 7.
 ? riparia (Tayl.) Dum. 7, 12, 14, 18.
 var. rivularis Bermet 7.
 ? sphaerocarpa (Hook.) Dum. 7, 12,
 14. 18.
 Helminthosporium 42.
 Hepaticae 1.
 Hydrochari'S 59, 60, 70, 82, 90, 91, 94,
 95, 97, 100.
 ? morsus ranae 59, 67, 69, 72, 76.
 80, 90, 95, 99, 100.
 Jamesoniella 15.
 ?? autumnalis (De Cand.) Steph. 7.
 12, 15, 19.
 Jungermammiaceae acrogynae 6, 12,
 14.
 ? anacrogynae 5, 12, 14.
 Lepidozia 2, 6, 10-
 -? reptans (L.) Dum. 10, 13, 14, 15,
 18, 19.
 ? setacea (Web.) Mitt. 10, 13, 15,
 19.
 Leptomitaoeae 104, 107.
 Leptoscyphus 6.
 ? anom?lus (Hook.) Lindb. 2, 5, 9,
 9, 13. 15, 19.
 ? Taylori (Hook.) Mitt. 9, 13, 15, 19.
 Leujenea cavifolia (Ehrh.) Lindb. 11,
 13.
 Lophocolea 9.
 ? bidentata (L.) Dum. 9, 13.
 ? heterophylla (Schrad.) Dum. 9;
 13, 14, 18.
 ?
 minor Nees 9, 13, 14, 18.
 Lopbozia 6, '7, 13.
 ? badensis (Gott.) Schiffn. 7, 8, 13,
 14, 18.
 ? barbata (Schmidt) Dum. 7, 8, 12-
 -? bicremata (Schmid.) Dum. 7, 8, 13.
 ? excisa (Dicks.) Dum. 7, 8, 13, 15,
 19.
 ? heterocolpos (Thed.) Howe 7, 8,
 13, 14.
 ? inc??a (Schrad.) Dum. 7, 8, 13, 14,
 15, 19.
 ? inflata 9.
 ? loingidens (Lindb.) Macoun 7, 8,
 12, 15, 19.
 V
Lopbozia Schultzi (Nees) Schiffn. 7,
 8, 13, 14, 18.
 ? ventricosa (Didks.) Dum. 7, 8, 12,
 15, 19.
 ? ? var. porphyroleuca 8.
 Madotbeca Cordaeana (H?b.) Dum.
 11, 13.
 ? platyphylla (L.) Dum. 11, 13.
 Marchamtiaceae 4, 12, 14.
 Marchamtia 4, 5.
 ? polymorpha L. 2, 5, 12, 14, 16, 18.
 Mesotaenium macroooccum 50.
 Monoblepharidaoeae 106, 109.
 Moaioblepharis 104, 105, 107, 108.
 ?
 fascioulata Thaxter 106, 108.
 ? itnsignis Thaxter 105, 108.
 Odontoschism a .denudatum (Nees)
 Dum. 10, 13, 15.
 Pellia 5, 6, 12.
 ? epiphylla (L.) Lindb. 6, 12, 14.
 ? Fabforoniana Raddi 2, 5, 6, 12, 14,
 18.
 ? Neesiana (Gott.) Limpr. 6, 12, 14,
 18.
 Picea 2*7, 49, 50.
 Pinus 50.
 Plagiochila asplenioides (L.) Dum. 9,
 13, 14, 18.
 Pleuroschisma trilobatum (iL.) Dum.
 10, 13.
 Preissia 4.
 ? commutata Nees 5, 12, 14, 18.
 Polytrichum strictum 5.
 Ptilidium ciliare (L.) Hampe 11, 13.
 Quercus 50.
 Racodium 20, 46.
 ? nupestre 20, 43, 47.
 Radula complanata (L.) Dum. 11, 13.
 Reboulia 4.
 ? hemisphaerica (Lj) Raddiii 4, 12.
 Ricciaceae 3, 12, 14.
 Riccia 3. 4, 12, 14, 15, 18, 19.
 ? bifurcata Hoffm. 4, 12.
 ? eiliata Hoffm. 3, 12.
 ? crystallina L. 4, 112.
 ? fluitans L. 3, 4.
 ? gilauca L. 4, 12.
 ? sorocarpa Bischoff 4, 12.
 Ricciocaipus natans (L.) Gonda 4, 16,
 Sagittaria 100.
 Saprolegniaceae 103, 106, 108.
 Saprolegnia 103, 104,105,106,107,108.
 ? latvioa Apinis 103, 106.
 Soapamia 6, 11, 13.
 ? calcicola (Arn. et Perss) Ingham,
 11, 13, 14, 18.
 ? curta (Mart.) Dum. 11, 13, 15, 19.
 ? irrigua (Nees) Dum. 11.
 ? lingu'lata Buch. 11, 13.
 ? nemoroisa Dum. 11, 13, 15, 19.
 Scorpidium seorpioides 8.
 Sphagnum 103, 106.
 ? fuscum 5.
 ? recurvuim 5.
 ? ruibellum 5.
 Sphenolobus 6, 7.
 ? exeotiformis (Breidl.) Steph. 7,
 12, 15.
 ? exect'us (Schmid.) Steph. 7, 12,
 15, 19.
 ? miinutus (Cratz) Steph. 7, 12, 15,
 19.
 Stichococcus bacililaris 37, 50.
 Stratiotes 59, 60, 62, 63, 64; 70, 76,
 83, 90, 91, 95, 100.
 ? aloides L, 59, 60, 63, 67, 69, 89,
 91, 93 97, 98, 99, 100, 101, 102.
 Treintepohlia 20, 29, 30, 31, 32, 35, 36,
 37, 47, 49, 50, 52, 53, 54, 57.
 Trentepohlia abietina (Flotow) Mamsg.
 36.
 ? ammulata Brand *35, 49, 50, 51, 52,
 53, 55, 56, 57, 58.
 ? aurea (iL.) Mart. 31, 32, 33, 34, 35,
 37, 39, 52.
 ? Germanica Gl?ck 31, 32, 36, 47.
 ? iolithuis (L.) Wallr. 32, 35, 36,
 39, 40.
 ? lagenifera (H?ldebr.) Wille 37.
 ? malleiformis 49, 54, 57.
 ? polymorpha Deck. 37.
 ? odorata (Lyngb.) Wittif. 52.
 ? umbrina (K?tz) Born. 27, 32, 35,
 36, 37, 38, 39, 45, 53.
 uncimata (Gobi) Wille 31, 37.
 Trichocolea tomentella (Ehrh.) Dum
 11, 13.
 VI
Data on the Ecology of Bryophytes I.
 Acidity of the Substrata of Hepaticae
 by Arv. Apinis and A. M. Diogucs.
 The reaction of the substratum has long been directly or
 indirectly a problem more or less acute both in experiments
 and in nature as an edaphic factor. As an edaphic factor it
 was much discussed during the last century indirectly in connec-
 tion with "calciphilous" and "calcifuge" plants and some ex-
 perimental works were published. As is well known, the solution
 of this problem became possible only after the investigation of
 Sorensen (1909), when precise methods for the measurement
 of the hydrogen ion concentration had been worked out and
 the significance of the reaction for biology was clearly formulaedt.
 Very soon those methods were also successfully applied
 in ecology for the determination of the acidity of soils and
 many investigations of this kind published after the war show
 its importance. The long-discussed problem of "calciphilous*
 and other plants has thus become almost entirely a problem of
 the hydrogen ion concentration of the substratum. Ecology
 deals with this problem more or less concretely, and in dis-
 cussing the significance of this factor in the distribution of
 plants, the knowledge of the range of the pH values of the sub-
 stratum is necessary, as well as the optimum pH, at which the
 systematical or biological unity (species, variety, ecotypes) is found
 in natural conditions. Under this aspect the following short data
 on the ecology of Hepaticae as concerns the acidity of the sub-
 strata of the Latvian species are given below.
 Important and wide observations on the conditions of the
 habitats of epaticae are found in the publications of K. M?ller
 (1912?1916), where also the chief literature is cited. As regards
 the edaphic factors the great number of species which have
 adapted themselves to substrata of special chemical composition
 is striking i. c. certain species grow only on calcareous rocks,
 others on silica rocks. The humus contents of the substratum
 has also great influence on the distribution of Hepaticae. Paul
 (1916) mentions the ?Latschenhumus" of the calcareous Alps as
 a substratum, which according to its chemical composition and
 as a habitat for Hepaticae, is a transitional stage between the
 typical moss bog humus and the forest humus.
 Acta Horti Bot. Univers. Latv. VIII. 1
Important observations on the acidity of the substrata of
 Hepaticae are found in A ll or g c (1925), Ch ristophersen
 (1925), Dop and Chaloud (1926). Some data about this
 subject are found scattered in the literature both before those
 publications and after them, but it is not possible to refer to all of
 them here. Gams (1929) records the pH range of the substrata
 of some Hepaticae based both on his own observations and on
 literature : in the group of the euryoxyphylic plants Leptoscyphus
 anom?lus, Lepidozia and Cephalozia range from pH 3.0?6.0;
 in the large group of the euryionic ? Marchantia polymorpha
 and Aneura pinguis range from less than pH 4.0 to pH 7.0
 and more; in the group of the stenobasiphilic ? Pellia Fabbro-
 niana range from pH 6.8?9.0. Koppe (1932) gives some
 data of Haplomitrium ? Fossombronia incurva association on
 wet sand.
 Methods.
 In most cases air-dried substratum and boiled (CO
 2
 free)
 distilled water in the proportion 1:5, sometimes 1 :10 in test
 tubes were used for the suspension. In the case of peat, sam-
 ples of fresh peat were shaken with distilled water to a half liquid
 mass and the pH determinations made by means of the quin-
 hydrone electrode. For many samples pH determinations were
 made both in distilled water and in n/2 XCI solution. The closed
 test-tubes with the suspension were left for about 12 hours,
 several times shaken and the pH determinations made in the
 clear solution colorimetrically by means of the ?Heilige" com-
 parator with colour disks as standards. This method makes it
 possible to read pH clearly with the precision of 0.1. The
 following indicators were used:
 Alpha dinitrophenol pH 2.8? 4.4
 gamma ? ?4.0 ? 5.4
 methyl red . . . . ? 4.4 ? 6.0
 bromthymol blue . . ? 6.0 ? 7.6
 cresol red ....?7.2 ? 8.8
 The weakest link in this chain is methyl red, which, com-
 pared with other methods (electrometric) differed in many cases
 (0.1?0.3). To obtain reliable results in many cases parallel
 determinations with the quinhydrone electrode were made.
 For the colorimetric pH determinations the clear solution
 was used, obtained by shaking the suspension and allowing the
 soil to settle. In suspensions of many loamy soils, as well as
 in some suspensions of sandstone and humus soils the solution
 was coloured and when the colour could not be destroyed by
 filtration, the pH values were determined by using a comparator.
 2
If there was any doubt about the reliability of the results, the
 determinations were also made electrometrically.
 For electrometric determinations a slightly modified Biil-
 mans quinhydrone electrode (standard electrode of We i bei)
 was used, the whole apparatus being constructed in the Institute
 of Physics, University of Latvia. The apparatus was compared
 with the standard solutions and the apparatus of L?er s and
 gave good results. Before starting the determinations, the
 x-electrode was put for some time in quinhydrone solution, in
 order to obtain good results immediately from the very begin-
 ning. The potentials were compared on Whitston's bridge
 15-25 seconds after quinhydrone had been added to the solution.
 Many samples were treated with 10 per cent HCI to test
 their calcium carbonate content (at least 2?5 per cent). In case
 of effervescence the samples were marked HCI (+), if there
 was no ebullition of C0
 2
 ? HCI (?).
 The material comes chiefly from the Middle Devonian sand-
 stone (Old Red) of the Gauja valley, whose cryptogamic flora
 was described by N. Malta (1926), as well as from the decid-
 uous and mixed forests of the sandstone slopes, where, espe-
 cially near the springs, the moss flora is very rich and the
 substrata widely different. Some material has also been collected
 on the dolomite of the Daugava near Salaspils and Koknese,
 in the moss-bogs of the dune district in the vicinity of Riga, in
 the grass -bogs near ?emeri an Lake Usma, in the grass-and moss-
 bogs and mixed forests of the vicinity of Ruskolova (Latgale)
 and in some other places. The substrata of the identified
 sandstone herbarium material of N. Malta and of the Botanical
 Institute of the Latvian University were also used. For pH
 determinations more or less dried material was used, except in
 the case of peat and the substrata from wet peaty places, in
 which the pH determinations were mostly carried out immediately
 after they were taken to the laboratory. For the pH deter-
 minations the top layers of the substrata on which the mosses
 were growing, were used.
 Ricciaceae.
 Riccia species (except R. fluitans), usually grow on moist
 ploughed soils, on the sides of ditches, excavations and similar
 places. The acidity of the soil ranges from pH 5.0 to 7.1 (in
 n/2 XCI solution pH 4.7-6.1), usually 6.0-6.5, for all
 tested samples HCI (?).
 Riccia ciliata Hoffm. grows on moist ploughed soil, rich in
 humus, on sunny sites, pH 5.1?6.4.
 1*
 3
R. bifurcata Hoffm. on sand rich in humus in excavations;
 pH 6.1 and 6 .8.
 R. glauca L. on loamy ploughed soil, pH 6.1?6.7.
 R. sorocarpa Bischoff, on loamy sand, pH 5.7 ?6.9.
 R. crystallina L., pH 5.7; 5.9; 7.1.
 R. fluitans L., in Lake Pokrota, pH value of the water
 ranges from 6.7?7.0. pH values of Riccia sp. substratum on
 8 different ploughed field soils ranges from 5.0 ? 6.1, in n/2
 XCI solution pH values are 0.2?1.0 pH units less.
 Ricciocarpus natans (L.) Corda has been found once in one
 of the arms of the Daugava near Riga. The water there was
 alkaline, its pH values 7.3 ?7.6.
 Marchantiaceae.
 The four Latvian Marchantiaceae grow both on calcareous
 and noncalcareous substrata. Preissia is a typical "calciphilous"
 plant, while the substrata of Fegatella, especially the moist sand-
 stone, where it is found very often, do not contain much lime.
 Out of 37 substrata of Fegatella only two gave HCI (+).
 Marchantia grows on calcareous substratum, but very often
 also on a noncalcareous one (HCI-), but rich in electrolytes.
 The substrata of Reboulia and Preissia are neutral or alkaline,
 less often slightly acid, and their pH range is narrower than
 that of Marchantia and Fegatella. The substrata of the last two
 are in most cases neutral or acid, but not more acid than pH
 4.7. Gams gives the pH range for Marchantia as 4.0?7.0.
 We did not find such acid substrata for Marchantia the most
 acid one showing pH 4.7.
 Reboulia hemisphaerica (L.) Raddi was found on soil cover-
 ing dolomite,*) pH values in two samples being 6.7 (pH value
 in n/2 XCI solution 6.7) and 6.74.
 Fegatella conica Corda grows in shady ravines on moist
 sandstone, on roots, in the vicinity of brooks and springs, etc.,
 pH values ranges from 5.0 ? 4.7 (in n/.2 XCI solution
 pH 5.0? 7.5), for most samples pH values about 6.1?6.8.
 *) Barnbergs (1929) has analysed the dolomites of Koknese. Below is
 given an analysis of 3 samples (Nos. 55, 58, 59) in 10 per cent HCI extract in
 percentages :
 No. 55 No. 58 No. 59
 CaO 31.12 28.60 26.12
 MgO 21.07 18.96 16.76
 Fe
 2
 0
 3 -fAl2 03 0.54 1.10 1.24
 K
 2
 O 0.08 0.17 0.14
 P
 2
 0
 5
 0.007 0.008 0.019
 S0
 3
 0.062 0.076 0.057
 4
Preissia commutata Nees grows on peaty gravel soil, lime-
 stone, dolomite and sandstone containing lime. Most of the
 substrata show HCI (+), pH ranges from 6.1?7.8, (in n/2 XCI
 solution pH 5.9?7.7). For the chief part of the samples
 the reaction of the substratum was neutral or alkaline, pH being
 6.7-7.5.
 Marchantia polymorpha L. grows mostly on a substratum
 rich in nutritive salts, as on moist rocks, on soil in the vicinity
 of springs, grass bogs, places where there has been a fire, etc.,
 pH range from 4.7 ?7.7, in n/2 XCI solution pH 5.5?7.5.
 About half the samples showed HCI (+).
 Lilienstern (1928) has shown, that Marchantia in culture
 grows better on an acid substratum with pH 5.0 and 6.6 than
 on an alkaline one, pH 7.6. The assimilation of nitrogen is
 also better on an acid substratum. On the basis of her experi-
 ments Lilienstern explains the growth of Marchantia on places
 where there has been a fire thus : Marchantia prefers potassium,
 and some products of wood distillation, which are poisonous for
 other plants (competitors), except Funaria, have no bad effect
 upon it.
 Jungermanniaceae anacrogynae.
 In the Latvian flora of this group of liverworts only two
 species: Aneura pinguis (Malta and Strautmanis 1926)
 and Pellia Fabbroniana are found on calcareous substrata. Other
 species of Aneura and Pellia, as well as Blasia and Fossombronia
 are found usually on more or less acid substratum.
 Aneura pinguis Dum. grows on calcareous soil, containing
 springs, pH range 7.1 ? 7.8; for all samples HCI (+)? It is
 found very often in the habitats of Cladium mariscus in grass
 bogs, containing springs, on peat*), also on soil, containing
 springs, where pH usually ranges 6.0?7.8. One sample, from
 Lake Pelcene, had pH 3.8, here A. pinguis was found on peat
 together with Sphagnum rubellum, Sph. fuscum, Sph. recurvum,
 Dicranum Bergeri, Polytrichum strictum, Leptoscyphus anom?lus,
 Blepharostoma trichophyllum; another habitat of Aneura pinguis
 from the same lake, slightly decomposed peat, had pH 5.1.
 Koppe (1932) notes for this species pH 4.3?6.4.
 A. incurvata Lindb. grows on moist sandy soil (Malta,
 Pleskava 1919) pH being 5.8 and 6.4. Koppe (1932) notes
 pH 4.3?6.4.
 A. multifida (L.) Dum. pH 6.1.
 *) According to Nomalis (1929) the peat of grass bogs contains:
 CaO ? 1.80?4.50
 p. c; P2
 0
 5
 ? 0.06 0 .35 p. c; K2 O
 ? 0.06? 0.20 p. c,
 N ? 1 .21 ? 3.73 p. c.
 5
A. latifrons Lindb. usually grows on decaying wood and
 peat, pH range 4.4?5.9.
 Pellia species grow on wet sandy or loamy soil, as well as
 on sandstone and calcareous substratum, pH range 3.9 ?7.6.
 Pellia epiphylla and P. Neesiana usually grow only on noncal-
 careous (HCI-) wet sandy soil and on wet noncalcareous (HCI-)
 sandstone. Pellia Fabbroniana is a calcicole and is found on
 wet loamy marl, wet calcareous sandstone and calcareous soil
 in the vicinity of springs.
 Pellia epiphylla (L.) Lindb. is found on substrata whose
 pH range 4.7 ?6.6 (in n/2 XCI solution pH 3.7? 5.9), for
 most samples pH range from 5.1 ?6.0. For one sample,, in
 determining pH for very dried-up sand rich in humus with alpha-
 dinitropenol it was 3.9.
 P. Neesiana (Gott.) Limpr. The pH range of the substrata
 of this species was found to be 5.1?6.0 (in n/a XCI solution
 pH range 3.9 ?5.9). According to Koppe (1932) on sand
 pH 4.3?6.4.
 P. Fabbroniana Raddi substrata were calcareous, all samples
 showing HCI(-f-) and pH range 6.0?7.6. For several samples
 with pH 6.7?7.6 in distilled water, the corresponding figures
 in n/2 XCI solution were 6.7 ?7.5. Gams gives the pH
 range for this species as 6.8?9.0.
 Blasia pusilla L. grows on moist sand on the sides of ditches
 and similar habitats, as well as on moist Middle Devonian sand-
 stone, most of the samples being collected on sandstone, and
 is found also on the Lower Silurian sandstone in Esthonia.
 pH range 5.0?6.9 (in n/2 XCI solution pH 4.7? 6.9), for
 most of the samples pH 5.9?6.3. Out of 18 samples only
 two showed HCI (+).
 Fossombronia Wondraczeki Dum. on mown field soil, pH
 for two samples 5.9 and 5.7, in n/
 2
 XCI solution pH 5.1 and
 4.7 respectively. Koppe (1932) note pH 5.8.
 Jungermanniaceae acrogynae.
 In this group in the genera: Haplozia, Lophozia and Sca-
 pania are found species, which have adapted themselves to
 lime-containing substratum of slightly acid, neutral or alkaline
 reaction, as well as species which grow only on an acid sub-
 stratum. But the greatest number of genera and species of
 Jungermanniaceae acrogynae are found only on acid or very
 acid substratum, more or less rich in humus, as Sphenolobus,
 Leptoscyphus, Calypogeia, Cephalozia (as well as Cephaloziella),
 Lepidozia, Blepharostoma and others.
 6
Alicularia geoscypha De Not. grows on bare, hard soil, pH
 range 4.8? 6.1, in n/2 XCI solution pH 3.9 ? 4.7.
 Eucalyx hyalinus (Lyell) Breidl. up to the present has been
 found only on wet sandstone (Malta and Strautmanis
 1926), pH range 5.3? 6.2, in n/2 XCI solution pH 4.9 ? 5.7.
 For all samples HCI (?).
 Haplozia species are found on sandstone (H sphaerocarpa),
 dolomite (H. riparia) and on moist soil, and wood; pH range
 5.0? 7.2, in n/2 XCI solution pH 4.5-6.6.
 Haplozia sphaerocarpa (Hook.) Dum. on Middle Devonian
 sandstone, pH range (5.1), 5.5? 6.1, in n/2 XCI solution pH
 4.5-5.9, HCI (-).
 H. riparia (Tayl.) Dum. on substratum containing varying
 quantity of lime, pH range for the five samples tested 6.0?7.2.
 H. riparia var. rivularis Bernet in rivers under water, on dolo-
 mite (Malta and Strautmanis 1926) as well as together
 with Cinclidotus danubicus in the Daugava on dolomite (Malta
 and Skuja 1927); pH of the water of the Daugava being about
 7.5-8.0.
 H lanceolata (Schrad.) Dum. grows on moist soil, wood,
 moist sandstone (var. proli/era), pH range 5.3? 6.3, in n/2
 XCI solution pH 4.9-5.5, HCI (?).
 Jamesoniella autumnalis (De Cand.) Steph. is common in
 forests on decaying woodand coarse humus, pH range 4.3?5.6
 for the six samples tested.
 Sphenolobus minutus (Crantz) Steph. on Devonian sandstone
 very poor in lime, (for all samples tested HCl?), pH range
 4.2 ? 6.1, for most of the samples pH 5.0? 6.1, in n/2 XCI
 solution pH range 3.9? 5.2.
 Sph. exectus (Schmid.) Steph. on sandstone, pH range
 4.1-6.1, HCI (-).
 Sph. exectiformis (Breidl.) Steph. pH range 4.8 ?5.5 for
 the four samples tested.
 The pH range of Lophozia species is very wide, the sub-
 strata tested showing pH 3.9 ? 7.5, in n/2 XCI solution pH
 3.9 ? 7.3. L. barbata, L. longidens, L. ventricosa, L. bicrenata,
 L. excisa and L. incisa grow on an acid (i. c. poor in lime)
 substratum, pH range 3.9 ? 6.1, like the Sphenolobus species.
 The other group of Lophozia species: L. Schultzi, L. Miilleri,
 L. heterocolpos and L. hadensis usually grow on substratum,
 containing a varying quantity of calcium carbonate which in the
 Latvian dolomite districts is often associated with magnesium
 7
carbonate, the reaction being slightly acid, neutral or alkaline?
 pH range 5.5 ? 7.5*).
 Lophozia barbata (Schmid.) Dum. grows on sandy soil on
 slopes, shaded loose granite boulders (Malta 1921), pH range
 3.9-5.9.
 L. longidens (Lindb.) Macoun, pH of the sandstone being
 4.5 and 6.0, and for one sample on the bark of an old tree
 ? pH 5.2, for all samples HCI (?).
 L. ventricosa (Dicks.) Dum. usually grows in woods on
 moist sand rich in humus, decayed wood (var. porphyroleuca),
 sandstone (Malta 1926), pH range of the substrata 4.3?6.1.
 The pH range of the Middle Devonian sandstone was 5.1 ?6.1.
 For all samples HCI (?).
 L. bicrenata (Schmid.) Dum. on sand rich in humus, pH
 range 4.7 ? 6.1.
 L. excisa (Dicks.) Dum. on sand rich in humus, usually in
 pinewoods, pH range 4.9 ?5.8. Koppe (1932) notes pH
 4.3 and 5.6.
 L. incisa (Schrad.) Dum. on decaying wood, on stumps, pH
 range 3.9 ? 4.7, and oh sandstone pH range 4.6? 6.1, in
 n/2 XCI solution pH 4.0 ?6.0. Christophersen (1925)
 reports pH range as being 4.4? 4.9.
 L. Schultzi (Nees) Schiffn. on grass bog on the shore of
 Lake Pelcene, together with Scorpidium scorpioides, pH 7.2.
 L. Miilleri (Nees) Dum. on Middle Devonian sandstone,
 pH range 6.1?6.7. Presumably in the dolomite districts of
 the Daugava and the Venta the reaction of the substratum of a
 higher lime content will be neutral or alkaline.
 L. heterocolpos (Thed.) Howe on Middle Devonian sandstone,
 pH range 5.9? 6.3, in n/a XCI
 solution pH 5.3 ? 6.0, HCI (-).
 L. badensis (Gott.) Schiffn. is found in the dolomite districts
 of the Daugava and the Venta (Malta and Stra v t m. 1926).
 pH range 5.2 ? 7.4, in n/a XCI solution pH lange 6.3? 7.3.
 Gymnocolea inflata (Huds.) Dum. is found on very acid
 substratum, such as peaty soil, peat **), pH range 3.7 ? 5.2.
 According to Gessner in very acid peats pH ranges from
 3.0? 5.0. Christophersen (1925) gives for peat the pH
 range 3.8 ? 5.3.
 *) The fact that the reaction may be even slightly acid in spite of the
 substratum containing grains of limestone or dolomite is striking enough.
 This may be explained, perhaps, by admitting that the carbonates which
 dissolve more easily have already been extracted by water from the surface of
 the grains.
 **) According to the investigations of Nomalis the peat of Latvian
 moss bogs contains: CaO ? 0 .15 ? 0.65 p. c; P2 03 ?0.04? 0.12 p. c.;
 K20?0.06
 ? 0 .15 p. c. ; N?0.77?1,56 p. c.
 8
Plagiochila asplenioides (L.) Dum grows on widely different
 substrata, such as sandy or gravelly soil, loose granite stones,
 sandstone, decaying wood etc., pH range 3.7 ? 6.9 (7.2), in
 n/a XCI
 solution pH range 3.2 ?5.6. Out of some 50 samples
 3 showed HCI (+). According to R?hl (1928) and Brandt
 (1933) pH 3.5 ?6.5.
 Leptoscyphus Taylori (Hook.) Mitt, on Middle Devonian
 sandstone, pH range 4.5 ? 5.5, HCI (?).
 L. anom?lus (Hook.) Lindb. in moss bogs on peat, or sandy
 peat soil, pH range 3.0 ? 5.0, usually about 3.5 ? 4.5.
 Christophersen gives for peat, where L. anom?lus is
 growing, the pH range 3.8 ? 4.4. Gessner gives the pH
 range of 3.0 ?4.0 for a bog, where together with L. anom?lus
 also Cephalozia fluitans and Loph. inflata are growing.
 The pH range for Lophocolea species was found 3.8?6.7 ?
 ?7.0 for the samples tested. L. heterophylla being found mostly
 on acid substratum ? decayed wood and slightly acid sandstone.
 L. minor is found in the Latvian dolomite districts (Malta and
 Strautmanis, 1926) on lime-containing soil.
 Lophocolea bidentata (L.) Dum. on substratum with the pH
 range 4.7 ? 6.9, in n/a XCI solution pH 4.8 ?5.6.
 L. heterophylla (Schrad.) Dum. on substratum, whose pH
 range is 3.8 ? 6.5, the pH range of sandstone being 4.7 ? 6.5.
 For several samples the pH range in n/2 XCI
 solution was
 4.1 ? 5.5.
 L. minor Nees. on substrata with the pH range 5.3 ? 7.0,
 the pH of the n/2 XCI solution showing small difference from
 that of water suspension.
 Chiloscyphus polyanthus (L.) Corda ? pH range 4.8 ?6.7
 for the seven samples tested.
 Ch. pallescens (Ehrh.) Dum. ? pH 4.6, 5.7 and 6.0, in
 n/2 XCI solution pH 4.3?5. 1. Christophersen gives
 the pH range 5.0? 5.2.
 Geocalyx graveolens Nees. grows on shaded, moist sandstone
 (Malta 1926 and 1927), the pH range of the substratum being
 5.1?6,1; for all samples HCI (?).
 Cephalozia species grow only on an acid substratum, such
 as the peat of mossbogs, decayed wood, sand rich in humus,
 loam etc., pH range 3.0? 6.1.
 Cephalozia bicuspidata (L.) Dum., ? pH range for some
 substrata 3.5? 6.0, in n/2 XCI
 solution pH 2.8? 5.1, HCI(?).
 Christophersen (1925) gives pH 5.2? 5.3 for peat;
 Koppe (1932) supports pH 5.9, 5.8 and 6.4.
 C. pleniceps (Aust.) Lindb., on Devonian sandstone, pH 5.2
 and 6.0, in n/2 XCI solution pH 4.2 and 4.9, HCI (-).
 9
C connivens (Dicks.) Spruce, in moos bogs, usually on peat,
 pH range 3.3 ?5.0.
 C media Lindb. on peat, pH 3.7; 4.2; 5.8.
 C. fluitans (Nees) Spruce, in bogs, sometimes together with
 Gymnocolea inflata pH4.O; 4.3; 4.9. Allorge (1925) gives
 the pH range 4.9 ? 5.4. Gessner has found it in bogs
 with the pH range 3.0? 4.0.
 Odontoschisma denudatum (Nees.) Dum., on peat in bogs,
 on decayed wood or sand rich in humus, pH 3.9; 4.2; 4.5;
 4.7.
 The two most widely distributed Calypogeia species {C. Nee-
 siana and C. Trichomanis) usually grow on an acid substratum
 poor in lime, such as peat of moss bogs, sand rich in humus,
 decayed wood, moist sandstone, etc., pH of the substrata range
 3.0-5.1.
 Calypogeia Neesiana (Mass. et Car.) K. M?ller ? pH range
 3.9 ? 5.1, for most of the samples pH 4.0 ? 4.5, in n/2 XCI
 solution pH 3.3 ? 4.4, HCI (?).
 C. Trichomanis (L.) Corda ? pH range 3.5 ? 4.7, in n/2
 XCI solution pH range 2.8? 3.7, HCI (-).
 Pleuroschisma trilobatum (L.) Dum. on forest soil, Devonian
 sandstone, etc., pH range 3.9 ?5.3 for the seven samples
 tested, HCI (-).
 The two widely distributed Lepidozia species usually grow
 on an acid substratum, rich in humus, the pH range 3.5 ? 6.1.
 Lepidozia reptans (L.) Dum. is common on decayed wood,
 peat and also sandstone in the wide pH range of 3.6 ? 6.6,
 in n/2 XCI solution pH range 2.9 ?6.0. For the majority of
 sandstone samples pH range 4.1?6.6 in n/2 XCI solution
 pH 4.0-6.0, HCI (-).
 Lepidozia setacea (Web.) Mitt, grows in moss bogs, on a
 substratum poor in nutritive salts (Nomalis 1929/1931), pH
 of the samples tested being 3.5; 3.8; 4.17; 4.2; 4.27.
 According to Allorge (1925) the pH range of this species is
 4.0-4.6.
 Blepharostoma trichophyllum (L.) Dum. is widely distributed,
 usually together in turf with other mosses, usually grows on
 decayed wood, on humus in deciduous and mixed forests, gra-
 nite boulders, Devonian sandstone, has a wide pH range: from
 3.6 ? 6.1, in XCI solution pH range 3.3 ? 5.3; pH range of
 the sandstone was 4.1?6.1, in XCI solution pH 3.3? 5.3,
 HCI (-).
 10
Ptilidium ciliare (L.) Hampe, on sand rich in humus, pH
 4.44 and 4.49. Christophersen (1925) gives the pH
 range of the substratum 3.6 ? 4.3.
 Trichocolea tomentella (Ehrh.) Dum., on sand rich in humus,
 pH 5.43.
 The numerous Scapania species grow on widely different
 substrata, some on silica rocks i. c. sandstone, as c. g. Sc. curla,
 Sc. nemorosa, Sc. lingulata (N. Malta 1926), others on calcar-
 eous substratum, or sand rich in humus, on loam, in bogs, etc.
 The substrata we have tested show pH range 4.7 ? 6.3, in
 n/2 XCI solution pH 3.9 ?
 5.6. As the identification of the
 species of Scapania is difficult, we are giving here some figures
 of the hydrogen ion concentration of the substrata for some
 species, which, except the figures for Scapania sp. and for some
 Sc. irrigua and Sc. curta, are found in testing soils, which
 together with the plants were taken from herbarium material.
 Scapania curta (Mart.) Dum. pH range 4.8 ? 5.7, in n/2
 XCI solution pH 4.0 ? 4.5.
 Sc. lingulata Buch., sandstone, pH 5.1, HCI (?).
 Sc. irrigua (Nees.) Dum. in peaty places, on sandstone, pH
 range 4.9?6.3 for the seven samples tested. Christop-
 hersen (1925) gives pH range 5.0?5. 3, Koppe (1932)
 supports pH 5.4? 6.4.
 Sc. calcicola (Arn. et Perss.) Ingham : on Devonian sand-
 stone, pH 5.5 and 6.5. .
 Sc. nemorosa Dum. ? pH range 4.7?5.8.
 Scapania sp., material chiefly from sandstone, pH range
 4.7-5.9, HCI (-).
 Radula complanata (L.) Dum., common on trunks of decid-
 uous trees, pH range of the bark 5.5? 6.0.
 Madotheca platyphylla (L.) Dum. ? pH of the bark of
 deciduous trees 6.0 and 6. 2.
 M. Cordaeana (H?b.) Dum., pH 5.4 and 6.3.
 Frullania dilatata (L.) Dum., bark of deciduous trees, pH
 range 5.2 ? 5.8.
 Leujenea cavifolia (Erh.) Lindb. ? pH range 5.1?6.0.
 Anthoceros punctatus (L.) usually grows on stubble fields,
 pH range 5.9? 6.9, in n/2 XCI solution pH range 4.7 ? 6.1
 (HCI (-).
 In the following table the species are arranged in systematic
 order and the number of samples tested is given in the corres-
 ponding pH column.
 11
12
 range
 lo
 ro
 I
 o
 CO
 o
 I
 lo
 I
 o
 LO
 co
 LO
 LO
 I
 o
 CO
 CO
 LO
 LO
 CD
 o
 CO
 CD
 lO
 CO
 Ricciaceae
 Riccia ciliata
 Riccia bifurca
 2 2
 1 1
 Riccia glauca 5 1
 Riccia sorocarpa 1 3 2
 Riccia crystallina 2 1
 Riccia sp 1 4 2
 Marchantiaceae
 Reboulia hemisphaerica 2
 Fegatella conica 1 4 23 12 5
 15Preissia commutata 6 5
 Marchantiapolymorpha 2 1 3 7 3' 9
 Junger m. anacrogynae
 Aneura pinguis 1 - 1 2 2 11
 Aneura incurvata
 Aneura multifida
 _ 1 1
 1
 Aneura latifrons 1 1 1
 i
 I
 1
 ?
 4 2 2Pellia epiphylla 1 4
 Pellia Neesiana 5 1 4
 Pellia Fabbroniana 1 3 5 5
 Pellia sp
 1 1 4 1
 Blasia pusilla 1 1 7 8 2
 Fossombronia Wondraczeki
 ..... 2
 Junger m. acrogynae
 Alicularia geoscypha
 Eucalyx hyalinus
 1 6 2 1
 2 1 10
 Haplozia sphaerocarpa
 Haplozia riparia
 Haplozia lanceolata
 Jamesoniella autumnalis
 1
 1
 3
 1
 3
 1 2 .1
 3 3 _
 1 4 1
 Sphenolobus minutus .
 Sphenolobus exectus
 2 2 9
 2
 8 4
 1 1 2 1
 Sphenolobus exectiformis
 Lophozia barbata
 Lophozia longidens
 Lophozia ventricosa
 1 1
 1
 2
 5
 2
 7 4
 1 1
 i
 1 3 9 4 1
13
 pH r a g e
 LO
 CO
 I
 ?
 ro
 o
 CD
 LO
 I
 1?I
 o
 LO
 I
 CO
 LO
 i
 LO
 o
 CD
 CO
 ??
 LO
 CO
 CO
 o
 CO
 CO
 LO o
 Lophozia bicrenata 2 2 1
 Lophozia excisa 2 9 1
 Lophozia incisa
 Lophozia Schultzi
 1 2 7 11 7 2
 1
 Lophozia M?lleri 4 1
 Lophozia heterocolpos
 Lophozia badensis
 4 1
 2 4 5
 Lophozia sp 1 2 3 2 1
 Gymnocolea inflata
 Plagiochila asplenioides
 Leptoscyphus Taylori
 1 4 2 1
 2 7 9 17 15 8 3 1
 1 1 1
 Leptoscyphus anom?lus
 Lophocolea bidentata
 4 7 11 1
 1 2 3 1
 Lophocolea heterophylla 1 1 5 1 3 4
 3Lophocolea minor
 Chiloscyphus polyanthus
 Chiloscyphus pallescens
 Geocalyx graveolens
 Cephalozia bicuspidata
 Cephaloziapleniceps
 Cephalozia connivens
 2
 1
 3
 1
 5
 5
 3
 1
 3
 2
 2
 1
 I 1
 2
 1 1 4 8 5
 1 1
 1 1 2 3
 Cephalozia media
 Cephalozia fluitans
 Cephalozia sp
 Odontoschisma denudatum
 2
 1
 1
 1
 2 2
 3
 1
 2 13 1
 1 1 3
 Calypogeia Neesiana . .
 Calypogeia Trichomanis
 Calypogeia sp
 1
 2
 4
 8
 5
 2
 3
 2
 1 2
 1
 3 1
 Pleuroschisma trilobatum
 Lepidozia reptans
 1 2 3
 4 7 8 17 9 2 1
 Lepidozia setacea
 Blepharostoma trichophyllum ....
 1 2 4
 2 4 6 10 6 2
 Ptilidium ciliare 2
 Trichocolea tomentella 1
 Scapania curta 1 9 2
 Scapania lingulata
 Scapania calcicola
 1
 1 1
 Scapania nemorosa . 2 2 3
 Scapania sp
 Radula complanata
 6 3 2
 52
 Madotheca platyphylla
 Madotheca Cordaeana
 Frullania dilatata
 Lejeunea cavifolia
 Anthoceros punctatus
 1
 1 1
 1
 5
 2
 1
 3
 2 4 1
In our flora in the groups of Ricciaceae, Marchantiaceae
 and partly also Jungerm. anacrogynae most species grow on
 slightly acid, neutral or alkaline substratum, while a great number
 of species of Jungerm. acrogynae are found on acid or even
 very acid substratum, and only a small number of species on a
 neutral or alkaline one. The following data, as well as those
 of the table on page 12 and 13 show more or less clearly (although
 the number of samples tested was insufficient for complete de-
 monstration) that there is a correlation between
 the acidity of the substratum and the distri-
 bution of liverworts, which is characterised
 by the pH range of the substratum, on which the
 species is found in natural conditions.
 A. Hepaticae on substrata with a wide pH range:
 Fegatella conica pH 5.0?7.7
 Marchantia polymorpha . . ? 4.7 ? 7.7
 Aneura pinguis ? 3.8?7.8
 Pellia epiphylla
 ?
 3.9?6.6
 Lophozia incisa
 ?
 3.9 ?6.1
 Plagiochila asplenioides .. . ? 3.7? 6 . 9 (7.2)
 Lophocolea heterophylla . . ?3.8 ? 6.5
 Cephalozia bicuspidata . . .
 ?
 3.5 ? 6.0
 Lepidozia reptans ? 3.6?6.6
 Blepharostoma trichophyllum ? 3.6? 6.1
 B. The range of the pH of the substratum is narrower,
 substratum nearly always containing CaC03 (HCI-f) and the
 reaction being slightly acid, nearly neutral or alkaline:
 Preissia commutata
 . pH 6.1 ?7 . 8
 Pellia Fabbroniana
 .
 ?
 6.0 ? 7.0
 Haplozia riparia . . ? 6.0? 7.2
 Lophozia badensis .
 ?
 5.2 ? 7.4
 To this calciphilic group belong also Lophozia Miilleri,
 L. Schultzi, Lophocolea minor (pH 5.3? 7.0), Scapania cal-
 cicola and others.
 C. For most of the hepaticae the substratum is acid, more
 rarely neutral (pH 5.0 ? 6.6 ?7.0) and does not contain much
 CaC0
 3, usually HCI (?), c, g. the substrata of Anthoceros and
 Riccia species, and also:
 Pellia Neesiana pH 5.1 ? 6.0
 Blasia pusilla
 ?
 5.0?6.9
 Eucalyx hyalinus . . . .
 ?
 5.3? 6.2
 Haplozia sphaerocarpa . . ? 5.1 ? 6.1
 Haplozia lanceolata
 ... ?
 5.3? 6.3
 Lophozia heterocolpos . . ? 5.9? 6.3
 Lophocolea minor .... ? 5.3? 7.0
 Geocalyx graveolens ...
 ?
 5.1 ? 6.1
 14
For other species pH reaches 4.0:
 Alicularia geoscypha . . pH 4.8 ? 6.1
 Jamesoniella autumnalis . ? 4.3 ? 5.6
 Sphenolobus minutus . . ? 4.2? 6.1
 Sphenolobus exectus ...
 ?
 4.1 ? 6.1
 ?
 exectiformis .
 ?
 4.8?5.5
 Lophozia longidens ... ? 4.5 ? 6.0
 ?
 ventricosa ... ? 4.3? 6.1
 excisa
 .... ?
 4.9? 5.8
 Leptoscyphus Taylori . . ? 4.5? 5.5
 Scapania curta
 ?
 4.8 ? 5.7
 ? nemorosa . . . ? 4.7 ? 5.8
 The greatest number in this pH range, except Anthoceros
 and Riccia species and some others (Jamesoniella and Sphenol.
 exectiformis) usually grow on moist Devonian sandstone (Old
 Red). J. V?ti?? (1924) has analysed sandstone from Sigulda
 and has found: K
 2
 o? Up. c; Na2 0
 ? 0.03 p. c; Ca0.0.039
 p. c; P 2 0B?0.023 p. c. Very often waters which run over
 the sandstone as well as those which percolate through it depo-
 sit on the surface of the rock a more or less thick layer of CaC03,
 and thus on such sandstone of neutral or alkaline reaction
 are found very often Hepaticae, which are common only on cal-
 careous substrata.
 D. The substratum of Hepaticae, which grow on peat,
 sand rich in humus, decayed wood is nearly always acid
 (pH 4.0? 5.0) or very acid (pH 3.0 ? 4.0) c. g.:
 Lophozia incisa pH 3.9 ? 4.7
 Gymnocolea inflata . . . ? 3.7 ? 5.2
 Leptoscyphus anom?lus . ? 3.0 ?5.0
 Cephalozia connivens . . ? 3.3?5.0
 Odontoschisma denudatum
 ?
 3.9 ? 4.7
 Calypogeia Neesiana . . . ? 3.9 ?5.1
 ?
 Trichomanis
 . ?
 3.5? 4.7
 Lepidozia reptans .. . . ? 3.6 ?6.1
 ?
 setacea
 .... ?
 3.5?4.3
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 16
Materi?li s?nu ekolo?ijai I.
 Aknu s?nu substr?tu acidit?te.
 Ar v. Apinis u. A. M. Diogucs.
 Augu substr?ta reakcija dab?, t?pat ar? eksperimentos ar
 sint?tisku baro?anas vidi ir bijis tie?i vai netie?i, vair?k vai maz?k
 ak?ts jaut?jums sen. Tas daudz diskut?ts netie?i, sakar? ar t. s.
 ?ka??augu" un ?silikataugu" jaut?jumu, jau pag?ju?? gadu sim-
 ten?, kad ar? pat?d?j?s da?i eksperiment?li darbi. Tom?r attie-
 c?gos apst?k?us var?ja s?kt atrisin?t p?c S?rensen'a (1909),
 kad bij izstr?d?tas prec?zas metodes reakcijas (H ionu koncen-
 tr?cijas resp. pH) m?ro?anai un pietieko?i skaidri uzsv?rta t?s
 noz?me biolo?ij?. P?c tam ??s metodes ar pan?kumiem izlietoja
 ar? ekolo?ij? augsnas acidit?tes noteik?anai un vesela rinda darbu
 ?ai virzien? par?d?j?s p?c pasaules kara. Un t? sen diskut?tais
 "ka?kaugu" un ?silikataugu" jaut?jums, pa liel?kai da?ai, tagad ir
 k?uvis vien?gi reakcijas probl?ma.
 Ekolo?ij? substrata reakcijas lieta ir nost?d?ta vair?k vai
 maz?k konkr?ti, atkar?b? no t?, cik labi attiec?g? augu grupa
 vai atsevi??a suga ?ai zi?? ir p?t?ta. Gad?jumos, kad iet runa
 par ?? faktora noz?mi augu izplat?b?, iepriek?
 nepiecie?ami ir j?zina pH vari?cija resp. pH-
 interv?ls un optimums, k?d? attiec?g? sist?-
 matiski-biolo?isk? vien?ba (suga) var augt
 dab?. T?d? nol?k? ?im m?r?im ar? sniegti darb? materi?li par
 Latvijas aknu s?nu substr?tu acidit?ti, neskarot te s?ko sist.*
 biolo?isko vien?bu (ekotipu) ekolo?iju.
 V?rt?gus aizr?d?jumus par aknu s?nu substr?ta acidit?ti at-
 rodam All or g c (1925), Christophersen (1925), Dop-
 u.Chaloud'a(1926), Gams (1929) un Klapp (1933) darbos.
 Pirms tam, bet sevi??i v?l?k, atsevi??i dati sastopami izkais?ti
 literat?r?. Bie?i ar? ?ie dati, attiec?b? uz aknu s?n?m, nav iz-
 lietojami vai izlietojami pa da?ai, vienk?r?i t? iemesla d??, ka
 parasti paraugi ?emti H-ionu noteik?an?m augst?ko augu sak?u
 horizont? (ap 10?20 cm dzi?um?), kur bie?i reakcija cit?da k?
 augsnas virspus?, kur aug aknu s?nas.
 Substr?tu acidit?te noteikta kolorimetriski ?Hellige" kom-
 par?tor? lietojot kr?su ripas k? standartus. Da?a paraugu no-
 teikta elektrometriski ar chinhydrona elektrodi. T? k? instit?tam
 nebija l?dzek?u ieg?d?ties d?rgo apar?tu elektrometriskai pH no--
 teik?anai, tika L. 0. Fizikas instit?t? izgatavota apar?t?ra sam?r?
 niec?giem l?dzek?iem.
 Acta Horti Bot. Univers. Latv. VIII. 2 i
Pa liel?kai da?ai acidit?te noteikta piln?gi iz?uvu?iem parau-
 giem, kas iev?kti liel?k? skait? no Gaujas ielejas vidusdevona
 smil?akme?a, lapu koku un jauktiem me?iem nok?r?s, jo te
 bag?ta s?nu flora un liela substr?tu da??d?ba. Materi?ls tika
 v?kts ar? Daugavas ka??akmens apgabal? pie Salaspils un Kok-
 neses, R?gas apk?rtnes k?pu rajon? un purvos, z??u purvos pie
 ?emeriem un Usmas ezera, Ruskalavas apk?rtn? un cit?s viet?s.
 Bez tam pla?i tika izlietoti prof. N. Ma 11 a s un L. ?. Botanikas
 instit?ta noteiktie (sevi??i smil?akmens) herb?ra materi?lu sub-
 str?ti.
 Darba rezult?ts, k? to sekojo?ie piem?ri, t?pat k? iepriek?
 min?tais ang?u tekst?, dod ieskatu, ka past?v sakar?ba
 starp substr?ta acidit?ti un aknu s?nu izpla-
 t?bu, ko raksturo substr?ta pH-intervals k?da
 attiec?g? suga aug dab?.
 Aknu s?nas ar pla?u substr?ta reakcijas pH-intervalu ir se-
 ko?as: Fegatella conica pH 5.0 ? 7.7, Marchantia polymorpha
 pH 4.7? 7.7, Aneura pinquis pH 3.8? 7.8, Plagiochila
 asplenioides pH 3.7 ? 7.2, Lophocolea heterophylla pH 3.8 ? 6.5,
 Lepidozia reptans pH 3.6 ? 6.6, Blepharostoma trichophyllum
 pH 3.6 ?6.1.
 Da?as sugas, k? Plagiochila asplenioides, Cephalozia bicus-
 pidata v. c, kas attiec?b? uz substr?ta acidit?ti ir indiferentas,
 paties?b? var izr?d?ties, ka tas t? nemaz nav. ??s atsevi???s
 sugas ir izveidoju?as rases, t. s. ekotipus, kas ar? ?r?j?s iez?m?s
 ir at??irami, k? piem?ram Plagiochila asplenioides, Lophocolea
 hetorophylla, Cephalozia bicuspidata variet?tes un formas. Te
 atsevi???s rases pieska?oju??s noteiktam ?aur?kam pH-intervalam,
 bet sugas j?dzien? visas kop?, dod pla?u pH-intervalu. Sapro-
 tams, jaut?juma piln?gu atrisin?jumu, katr? atsevi??? gad?jum?,
 var dot tikai attiec?gie p?t?jumi n?kotn?.
 Cit?m aknu s?n?m substr?ta reakcijas pH-intervals ?aur?ks;
 substr?ts gandr?z vienm?r satur CaC03 liel?k?
 daudzum? un
 reakcija pat v?ji sk?ba, vai parasti neutr?la un alk?liska:
 Preissia commutata pH 6.1 ? 7.8, Pellia Fabbroniana pH
 6.0? 7.0, Haplozia riparia pH 6.0? 7.2, Lophozia badensis
 pH 5.2 ?7.4. ?aj? ~ka??u s?nu" grup? ieskait?mas v?l
 Lophozia M?lleri, L. Schultzi, Lophocolea minor, Scapania
 calcicola un citas.
 Liel?kam aknu s?nu skaitam substr?ts ir m?reni sk?bs, re-
 t?ki neutr?ls (pH 5.0? 6.6?7.0) un CaC03 parasti nesatur
 liel?k? daudzum?, k? piem. Anthoceros un Riccia sugu substr?ti
 un t?pat Blasia pusilla pH 5.0? 6.9, Pellia Neesiana pH
 5. 1 ?6. 0, Eucalyx hyalinus pH 5.3 ? 6.2, Haplozia sphaero-
 carpa pH 5.1?6.1, Lophocolea minor pH 5.3
 ? 7.0 v. c.
 strati.
 18
T?l?k cit?m sug?m substr?ts var b?t v?l sk?b?ks un sasniedz
 pH 4.0, k? piem?ram Jamesoniella autumnalis pH 4.3?5.6,
 Sphenolobus minutus pH 4.2 ? 6.1, Sph. exectus pH 4.1 ?6 .1,
 Lophozia longidens pH 4.5? 6.0, L. ventricosa pH 4 . 3? 6.1,
 L. excisa pH 4.9 ?5.8, Leptoscyphus Taylori pH 4.5? 5.5,
 Scapania curta pH 4.8 ? 5.7, Sc. nemorosa pH 4.7 ?5.8.
 Liel?k? da?a no t?m, atskaitot Anthoceros un Riccia sugas, aug
 parasti ?aj? pH-interval? uz vidusdevona smil?akmens.
 Substr?ts vienm?r sk?bs (pH ap 4.0 ? 5.0), vai ?oti sk?bs
 (pH 3.0? 4.0), aknu s?n?m, kas parasti aug uz k?dras, satru-
 n?ju?iem kokiem un humusviel?m bag?tas miner?lzemes, k?
 piem?ram Lophozia incisa pH 3.9 ? 4.7, Gymnocolea ? inflata
 pH 3.7? 5.2, Leptoscyphus anom?lus pH 3.0 ? 5.0, Cephalozia
 connivens pH 3.3 ? 5.0, Calypogeia Trichomanis pH 3.5 ? 4.7,
 Lepidozia reptans pH 3.6 ? 6.1 un L. setacea pH 3.5 ? 4.3.
 Beig?s atrodam par jo pat?kamu pien?kumu izteikt L. 0.
 Bot?nikas instit?ta direktoram prof. N. Maltam dzi??ko patei-
 c?bu par p?t?juma atbalst??anu ar darb? nepiecie?amiem l?dzek-
 ?iem, no vi?a r?c?b? eso??m neliel?m summ?m, k? ar? par sava
 person?g? herb?rija nodo?anu m?su lieto?an?. T?pat izjusti pa-
 teicamies L ?. Fizikas instit?ta direktoram doc. Fr. Gulbim,
 k? ar? priv. doc. R. Siksnas un pal. asist. R. Krasti?a
 kungiem, par sniegto padomu apar?tu gatavojot, bet jo sevi??i
 L. Frei ja jkdzei par latvie?u teksta tulkojumu.
 19

Die Flechte Coenogonium nigrum (Huds.)
 Zahlbr. und ihre Gonidie.
 Von H. Skuja und Margarita Ore.
 Schon bei den ersten orientierenden Untersuchungen ?ber
 die Kryptogamenflora der Sandsteinfelsen in Lettland fiel den
 Teilnehmern der Exkursionen, besonders auf Felsen an verschie-
 denen Stellen im Gauja-Tal, die sammetartigen fast schwarzen
 lockeren Ueberz?ge einer Flechte auf, die sp?ter von Wai n i o
 als Cystocoleus ebeneus (Dillw.) Thw. bestimmt wurde. Da aber
 bei Cystocoleus, der bis vor kurzem als Synonym allein zu Ra-
 codium galt, als Gonidie eine Cladophora angegeben wird, unsere
 Flechte dagegen unverkennbar Trentepohlia als solche trug, wurde
 die fragliche Pflanze noch Zahlbruckner, Wien, zugesandt,
 der sie als Coenogonium germanicum Gl?ck erkannte. Um hie-
 r?ber mehr an Klarheit zu gewinnen, beschlossen wir die Goni-
 die unserer Flechte zu isolieren und in Reinkultur n?her zu un-
 tersuchen. Diese Aufgabe ist nun schon seit einigen Jahren
 erf?llt worden, die Ergebnisse kommen allerdings aus mehreren
 Gr?nden erst jetzt zur Ver?ffentlichung. Inzwischen ist aber die
 interessante Arbeit Seh a d c's erschienen, die mehreres auch
 zur Kl?rung der von uns gestellten Fragen und Aufgaben ?ber
 die habituell so ziemlich ?hnlichen Flechten, wie die beiden
 europ?ischen Coenogoniaceen ? das in Lettlands noch nicht
 nachgewiesene Racodium rupestre und unser Coenogonium bei-
 tr?gt. Hier sei hervorgehoben, dass es der Verdienst Gl?cks
 ist, diese letztere, fr?her fast allgemein f?r eine Alge gehaltene
 Pflanze, als Angeh?rige der genannten Flechtengattung erkannt
 zu haben. Im Anschluss an die wichtige Arbeit von Gl?ck,
 auch diese von Simm e r, sowie die mehr nomenklatorische
 Untersuchung Smith's (1906), hat nun Zahlbruckner ge-
 zeigt, dass die in Rede stehende Flechte, die schon l?ngst als
 Byssus nigra Hudson, Conferva ebenea Dillwyn, Chroolepus
 ebeneus Agardh, Cystocoleus ebeneus (Dillwyn) Thwaites, end-
 lich auch als Coenogonium germanicum Gl?ck und C. ebeneum
 (Dillw.) Smith bekannt ist, eigentlich C nigrum (Huds.) heissen
 muss. Auf die Priorit?tsfrage bzw. die Nomenklatur der Pflanze
 brauchen wir demnach hier nicht mehr n?her einzugehen. Somit
 k?nnen wir uns gleich unseren eigenen Beobachtungen und
 Untersuchungen zuwenden.
1. Die Flechte.
 Nach Material aus unserem Gebiete bildet die Pflanze sowohl
 kleine Raschen, wie auch weit ausgedehnte zusammengeflossene
 sammet- bzw. auch watteartige schwarzbraune und schwarze
 bis 7, gew?hnlich jedoch nur 3 oder 5 mm dicke Ueberz?ge
 und Polster. Der meist hellere br?unliche untere Teil der
 Ueberz?ge ist gew?hlich abgestorben. Unter diesem ist das
 Substrat bzw. der Sandsteinfelsen meist mit weisser kalk-
 artiger Kruste bedeckt, die allerdings keineswegs aus
 Kalciumcarbonat besteht. Die Ueberz?ge sind aus Verflech-
 tung zahlreicher bis 5 oder 7 mm langer, wenig und seitlich
 verzweigter zerbrechlicher Thallusf?den der Pflanze entstanden,
 von denen ein Teil mehr auf dem Substrat kriechend sich aus-
 breitet und von hier aufrechte Zweige absendet. Die haupt-
 s?chlich durch Spitzenwachstum sich verl?ngernden Thallusf?den
 haben h?ckerige Oberfl?che und zeigen an ?lteren Teilen in
 einem Abstand von 19?27 {a h?ufige Verengungen und knotige
 Anschwellungen, wodurch sie mehr oder minder regelm?ssig
 gegliedert erscheinen. Ihre Dicke schwankt zwischen 10. bis
 16 ja, an ?lteren Knoten sogar bis 27 \i. Die Verengungen der
 Thallusf?den entsprechen im grossen und ganzen den Querwand-
 stellen der Gonidiealge, die Anschwellungen den tonnenf?rmigen
 Zellen der Alge selbst.
 Die graubraunen oder mehr olivgrauen h?ufig anastomosie-
 renden Pilzhyphen sind infolge der vielen darmartigen Ausst?l-
 pungen und seitlichen Ausw?chsen und Sprossungen von ziem-
 lich wechselnder Dicke, von 2,5?3 ja an den Querw?nden bis
 4 oder sogar 6 ja an den H?ckern*); die Gliederzellen der
 Hyphen sind 15?27 ja lang. Die Hyphen ?berziehen die Alge
 entweder fast geradlinig oder mehr verbogen rechts- bzw. auch
 linksl?ufig, zuweilen in j?ngeren Thallusteilen etwas l?ckenhaft.
 In Uebereinstimmung mit den Befunden von Gl?ck, Simmer
 und Schade, wird die einschichtige Thallusrinde auch bei
 unserer Form von etwa B?l2 und mehr pericentralen Pilz-
 hyphen gebildet. Etwaige Fruktifikationsorgane an der Pilz-
 komponente konnten nicht nachgewiesen werden.
 Ausser den eben besprochenen Hyphen des Hauptpilies
 lassen sich bei unserer Flechte fast immer, in den Rinnen zwischen
 den dunklen dickeren Haupthyphen verlaufend, diese eines an-
 deren Pilzes erkennen; es handelt sich um fast farblose oder
 leicht br?unliche bis 1 ja breite sp?rlich verzweigte und meist
 ?berall gleich dicke Hyphen. Die Beziehungen dieses Pilzes zu
 *) Ganz abweichend ist die von Simm er (1900) angegebene Dicke der
 Hyphen, die etwa 0,6?09 \x dick sein sollen. Offenbar beruht diese unver-
 st?ndliche Angabe, wie auch Schade es annimmt, auf einem Schreibfehler.
 22
unserer Flechte sind noch ganz fraglich ; m?glicherweise aber
 haben wir es hier mit einem Parasymbionten von C. nigrum
 zu tun. Auch Schade betont das Vorhandensein von minde-
 stens zwei verschiedenartigen Hyphen an der s?chsichen Form
 von C. nigrum.
 Die Gonidie durchschimmert die dunkle Hyphenrinde stellen-
 weise so ziemlich. Ihre tonnenf?rmigen bis bauchig ange-
 schwollenen Gliederzellen sind an den Querw?nden 4?5, in der
 Mitte B?l7 ix dick und (11)?19?27?(34) ja lang; der Zellin-
 halt ist reich an grossen orangen Tropfen des H?matochroms.
 Irgendwelche Reproduktionsorgane bei der Gonidiealge gelang es
 uns nicht festzustellen.
 Was die Stand?rtsverh?ltnisse von C. nigrum in Lettland
 anbetrifft, so kommt es am reichlichsten an leicht beschatteten
 oder nach N exponierten nicht zu feuchten Stellen der Sandstein-
 felsen im Gauja-Tal und der ?Ellites ie?i" bei Lode vor, in
 einer H?he von 30?60 m ?. d. M. Sp?rliche Reste der Flechte
 wurden noch an dem Sandstein der ?M?ras kambari", rechter
 Ufer der Abava unterhalb Sabile, beobachtet. Gew?hnlich tritt
 sie vergesellschaftet mit den weisslichen, soredi?s aufgel?sten
 Schorfen der meist sterilen Crocynia memhranacea Hue (be-
 stimmt von Wai n i o), die die Sandsteinfelsen nicht selten auf
 quadratmetergrosse Fl?chen mit ihren mehligen Lagern ?ber-
 zieht. Beide Flechten k?nnen auch, gemeinsam oder vereinzelt,
 die zwischen ihnen wachsenden Moose ?berwuchern. Auf kalk-
 haltiger Unterlage, z. B. den Dolomitfelsen der Daugava, Lielupe
 und Venta ist C. nigrum von uns nie beobachtet worden. Offen-
 bar braucht die Pflanze f?r ihre Entwicklung leicht bis m?ssig
 saures Substrat. Daf?r spricht noch der Umstand, dass C. nigrum
 bisweilen auf der Rinde verschiedener Baumh?lzer auftritt (vergl.
 Schade, p. 432). Die Bestimmung der Azidit?t des Substrates
 von lettlandischen Standorten ergibt dann auch ihr pH=5,8?6,5.
 Auch die von Skuja Mai 1930 aus Eesti, von einem Sand-
 steinfelsen bei Sakamoisa am Finnischen Meerbusen und im
 Juni desselben Jahres aus Finnland, Vuorlahti, an der Nordk?ste
 Ladogas von einem Granitfelsen mitgebrachten C. nigrum-
 Proben zeigten in der krustigen Unterlage, nach den M?ssungen
 unseres Kollegen Apinis, eine pH=6,3?6,8.
 2. Kulturversuche mit der Flechte.
 Zweks Erhaltung von lebendem Material in der Winter-
 zeit haben wir versucht, teils schon im Herbst 1925, besonders
 aber im Oktober 1929, die von Krauk?ala in Sigulda (V) ein-
 gesammelte Flechte eine Zeit lang im Laboratorium des Botani-
 schen Instituts und des Botanischen Gartens, Riga, weiter zu
 23
kultivieren. Ein Teil der Flechte wurde samt ihrem Subtrat,
 d. h. mit dem Sandstein abgesplittert und so m?glich unverst?rt
 und staubfrei unter einer Glassglocke in einer Schale auf feucht-
 gehaltenem Sande an einem nach Nord gelegenen Fenster ge-
 halten. Um die Luftzirkulation unter der Glocke zu erm?glichen,
 wurde diese mittels einiger St?tzen etwas von dem Grunde
 gehoben gehalten. Das n?tige Wasser haben wir dem
 Sande
 von Zeit zu Zeit durch einem S-artig gebogenen langhalsigen
 Trichter zugeleitet. Ein zweiter vom Subtrat losgel?sster Teil
 des Flechtenrasens haben wir allein auf feuchtem Sande unter
 Glass stehen gelassen. Im ersten Falle setzte die Flechte ihr
 Wachstum ziemlich intensiv fort, nur waren die neugebildeten
 Fadenteile etwas d?nner, die Hyphenrinde mehr l?ckenhaft, da
 nicht alle pericentralen Hyphen den gleichen Zuwuchssehriit
 hielten. Auf Taf. 1, Fig. 3 ist ein solches neugebildetes End-
 st?ck, das binnen 2
 1
 /<2 Monaten ausgewachsen ist, dargestellt.
 Die Kulturen sahen noch ganz frisch aus, wenn sie im Fr?hjahr
 n?chsten Jahres, also nach etwa 7 Monaten abgebrochen wur-
 den. Die zweite Versuchsserie mit den vom Substrat losgel?ssten
 Rasen schlug dagegen bald fehl. Auch hier zeigten die Coeno-
 gonium F?den anfangs einen Zuwuchs, dieser stellte sich aber
 nach etwa 172?2 Monaten ein; endlich bedeckte die anfangs
 dunklen Rasen ein weisslicher Schimmel?berzug.
 Doch auch in dem Falle, wo es gelang die Flechte mehrere
 Monate hindurch lebend und wachstumsf?hig zu erhalten, erwies
 sich solches Material f?r die Anfertigung weiterer Kulturen in
 verschiedenen N?hrl?sungen und auf Agar meist weniger ge-
 eignet, als ganz frisch eingesammeltes, da in den einige Zeit
 aufbewahrten Coenogonium-R?schen auch die darin lebenden
 anderen pflanzlichen Organismen ? bes. einzellige Chlorophy-
 ceen, Diatomeen, Blaualgen, auch Myzelien einiger Pilze ? sich
 stark vermehrt hatten, die isolierten Flechtenf?den darum bei
 Weiterkultur viel schwieriger von den Fremdk?rpern zu reinigen
 waren. Die l?ngsibekannte Erfahrungstatsache, dass nur frische?,
 eben in der freien Natur gesammeltes Pflanzenmaterial f?r ?hn-
 liche Versuche, besonders aber bei Isololierung f?r Reinkultur,
 am geeignetsten ist, erwies sich auch hier zutreffend.
 Gleichzeitig mit den erw?hnten Kulturversuchen der Flechte
 auf mehr oder weniger nat?rlichem Substrat, wurden kleine sau-
 ber und sorgf?ltig von Fremdk?rpern frei ausgesuchte Rasenteile
 in destilliertem Wasser, Leitungswasser, Benecke-L?sung und
 auf Benecke-Agar in Erlenmeyer-Kolben von 100 cm
 3 Inhalt
 ?bertragen. In den drei erstgenannten Milieus sowohl schwim-
 mend auf der Fl?ssigkeit, wie auch durchn?sst und unterge-
 taucht. Es wurde dabei besonders darauf geachtet, dass die
 24
ausgesuchten Rasenst?ckchen von den j?ngeren oberen, nicht
 von den unteren ?lteren, z. T. schon abgestorbenen oder ihr
 Wachstum mehr weniger eingeb?ssten graubr?unlichen Lager-
 teilen genommen waren, da in letzterem Falle die angelegten
 Kulturen naturgem?ss meist nicht angingen.
 Destilliertes Wasser. Die schwimmend kultivierten
 Rasenst?ckchen zeigten nur sehr sp?rliches Wachstum, wobei die
 Gonidie an den Fadenspitzen oder Seitensprossungen in meh-
 reren Monaten nur ganz wenig aus der Hyphenrinde herausge-
 wachsen war, setzte bald darauf ihr Wachstum auch v?llig ein.
 Bei den untergetauchten Rasen konnten wir an der Gonidie,
 wie der Flechte selbst auch nach Monaten kaum ein Fortwachsen
 feststellen, dagegen war die Hyphenrinde am Ende der Flechten-
 f?den ziemlich aufgelockert, die einzelnen Hyphen hatten sich
 stark verl?ngert und sperrig von der Achse abgebogen. Taf. 1,
 Fig. 4 zeigt ein solches Fadenende aus 2 monatiger Kultur.
 ?hnlich aussprossende Hyphen von einer 78 Tage alter Kultur
 der Flechte zeichnet auch Schade ab (1. c. p. 428, Fig. 12).
 Einzelne dieser Hyphen wuchsen dennoch eine l?ngere Zeit fort,
 endlich stellte sich auch hier das Wachsen ein. In destilliertem
 Wasser zeigt die Flechte selbst somit kein Wachstum, allein
 ihre Komponenten, gewissermassen unabh?ngig von einander,
 lassen ein solches feststellen und zwar die Gonidie kaum merk-
 lichen und kurzdauerigen, die Pilzhyphen einen anfangs ziem-
 lich intensiven, sp?ter jedoch allm?hlich abnehmenden Zuwuchs.
 Die sperrig auswachsenden weit ausgestreckten Hyphen machen
 dabei den Eindruck, als ob sie in dem ihnen gebotenen reinen
 Wasser nach N?hrsubstanzen suchten.
 Leitungswasser. Auch hier, sowohl in den schwim-
 menden, wie untergetauchten Raschen, zeigte die Flechte als
 solche, jedoch auch ihre pilzliche Komponente keinen merklichen
 Zuwuchs. Allein in den untergetauchten Rasen hatte sich die
 Gonidie an den Fadenspitzen von der Hyphenrinde betreit, war
 stark fortgewachsen, mitunter auch zur Zweigbildung gekommen.
 In Textabbild. 1 ist ein solches- Fadenende aus 3 Wochen alter
 Kultur wiedergegeben. Der Zuwuchs betr?gt hier bis 140 ?x.
 Die zylindrischen in der Mitte schwach erweiterten Gliederzellen
 der auswachsenden Gonidie haben dabeieine Dicke von 4?6,8 ja;
 an den Querw?nden 3,5?5 ja, bei einer L?nge von 14?37 ja;
 die Endzelle bis 50 ja lang. Die zahlreichen scheibenf?rmigen
 Chromatophoren sind zart, von blassgr?ner Farbe, das H?mato-
 chrom in Form von winzigen orangen K?rnchen mehr in der
 Mitte der Zelle lokalisiert.
 Benecke-L?sung (schwache). Das Gedeihen im
 grossen und ganzen ?hnlich dem im Leitungswasser, am inten-
 25
sivsten w?chst die Gonidie. Wohl sieht diese hier aber viel
 kr?ftiger aus, die Gliederzellen sind im allgemeinem st?rker, bis
 10 [x dick, mehr tonnenf?rmig und verh?ltnismassig k?rzer; die
 scheibigen Chromatophoren sehr deutlich und freudig gr?n, das
 H?matochrom in Form von kleinen K?rnchen und Tr?pfchen
 meist in der Mitte der Zellen zusammengeballt.
 Benecke-Agar (schwaches). Kleine sorgf?ltig ausge-
 w?hlte wachstumsf?hige, m?glichst reine Rasenst?ckchen wurden
 mit sterilisierter Pinzette oder Platinnadel auf Agar ?bertragen
 und mit ihrem Grunde leicht in das Gel eingebettet. Es war
 hier anfangs ein m?ssiger und gleichsamer Zuwuchs des ganzen
 Konsortiums zu beobachten, bald darauf brach die Gonidie je-
 doch die Hyphenrinde an der Spitze der F?den auf und wuchs
 weit hervor. Die jungen Sprossungen der Gonidie zeigten ein
 frisches Gr?n und sahen diesen in der Benecke-L?sung gez?ch-
 teten ?hnlich. Die wenig und lang verzweigten Zellf?den be-
 standen allerdings aus mehr l?nglichen und etwas d?nneren
 Gliederzellen; der Dicke nach stehen sie ungef?hr in der Mitte
 zwischen diesen aus den Kulturen in Leitungswasser und Be-
 necke-L?sung. Mit der Zeit jedoch, als die Kulturen ?lter wur-
 den, auch das Agar allm?hlich eintrocknete und die Luft der
 Kolben ?rmer an Wasserd?mpfen blieb, nahm die Menge des
 H?matochroms in den Zellen merklich zu. Die freien Sprossen
 der Gonidie bekamen infolgedessen eine mehr br?unlich-orange
 Farbe (Taf. 1, Fig. 6). In noch ?lterem Zustande sind die
 Zellen schon dicht mit k?rnigem bis tr?pfchenf?rmigem H?ma-
 Abb. 1. Aus der Hyphenrinde hervorspriessende Gonidie in etwa 3 Wochen
 alter Kultur von Coenogonium nigrum in Leitungswasser ; X 340.
 26
tochrom gef?llt, so dass die Chromatophoren allein im peripheren
 Teile der Zellen schwach gr?nlich durchschimmern ; gleichzeitig
 beginnen auch die Gonidiesprosse in einzelne Glieder zu zer-
 fallen: die Zellen werden dicker (bis 12 ja), sie runden sich
 mehr ab, ihre Membran wird st?rker, die ?ussere Kutikular-
 schicht wird aufgesprengt und endlich l?sen sich die Glieder-
 zellen von einander v?llig ab. Die so gebildeten Dauerstadien
 bzw. Akineten (Taf. 1, Fig. 7?B) sind ? von den kleineren
 Dimensionen abgesehen ? diesen bei Trentepohlia umbrina
 sehr ?hnlich.
 Da es bei den eben kurz erw?hnten Kulturversuchen infolge
 der noch immer ziemlich grossen (1 ?2 mm
 3
 ) ausgew?hlten
 Lager bzw. Rasenst?ckchen der Flechte, diese meist nicht ganz
 frei von einzelnen pflanzlichen u. a. Begleitorganismen zu be-
 kommen waren, hielten sich die meisten dieser Kulturen nur einige
 Monate relativ rein. Sp?ter vermehrten sich jedoch einige in
 den Coenogonium-Ra.sen lebenden Algen immer mehr und mehr,
 so dass die angelegten Kulturen allm?hlich durch die Massen-
 entwicklung eines oder anderen Begleitorganismus unterdr?ckt
 wurden. Meist war es Stichococcus bacillaris, Chlorella vulgaris,
 Chlorococcum humicolum und einige Diatomeen die zuletzt
 Oberhand nahmen. Es war nun aber, wie bereits erw?hnt, auch
 nicht unsere Absicht die Flechte als solche in Kulturbedingungen
 zu studieren, sondern ihre Gonidie in absoluter Reinkultur zu
 erhalten und n?her zu erforschen.
 3. Isolierung und Reinkultur der Gonidie.
 Als Ausgangsmaterial hierzu dienten die oben besprochenen
 Coenogonium- Kulturen in Leitungswasser, Benecke-L?sung und
 auf Benecke-Agar. Bevor in diesen noch andere Algen bemerkt
 waren, wurden unter dem Mikroskop einzelne Flechtenf?den mit
 stark ausgewachsener Gonidie ausgesucht und von dieser mittels
 einer Schneidenadel gr?ssere, von irgendwelchen anderen K?r-
 pern freie Sprossteile abgetrennt, dann durch mehrmalige ?ber-
 tragung in Tropfen sterilisierter schwacher Benecke-L?sung ge-
 waschen und teils auf Benecke-Agar, teils auf 1 cm2 grosse
 Pl?ttchen sterilisierten, mit einer N?hrl?sung durchtr?nkten
 leicht vermoderten Holzes von Picea, Betula und Corylus
 unter Glassglocke getragen. Sowohl auf Agar, wie Holz
 gelang es uns auf diesem Wege einzelne absolute, von
 anderen Organismen, auch Bakterien, freie Kulturen der
 Alge zu z?chten. Allerdings scheint uns der letztgenannte
 Umstand f?r die Untersuchung einer verh?ltnismassig so grossen,
 vielzelligen rasenbildenden Form, wie unsere Gonidiealge es ist,
 keine conditio sine qua non zu bilden, da diese auch in einigen
 27
nicht v?llig rein gelungenen Kulturen darunter kaum litt,
 sondern eine Zeit lang sich ganz normal entwickelte.
 Auf den erw?hnten Substraten wuchs die Alge vorz?glich,
 so dass auch auf verschiedenem Holz eventuelle Unterschiede
 in der Wachstumsintensit?t nicht nachweisbar waren. Den Holz-
 pl?ttchenkulturen m?ssten wir sp?ter das Wasser tropfenweise
 erneuern; auch zu den Agarkulturen in Erlenmeyer-Kolben haben
 wir nachtr?glich hin und wieder Tropfen der N?hrl?sung in der
 N?he des auswachsenden Algenrasens aufgetragen. Einige Kon-
 trollkolben blieben jedoch bis zum Abschluss der Untersuchun-
 gen unge?ffnet.
 4. Beschreibung der Gonidiealge in Reinkultur.
 Beim Abschluss der Versuche hatten die gewachsenen
 Algenrasen eine Gr?sse von 0,5?1 cm2 bei einer H?he von
 etwa 2?3 mm erreicht. Der Basalteil des Algensprosses hatte
 sich dabei leicht in das Substrat ? die Holzpl?ttehen oder
 Agar ? eingedrungen, beim Holz in die Zell- un Zellzwischen-
 r?ume oder Leitgewebe des vermoderten Markes, beim Agar ?
 in die Oberschicht des Geles. Diese eingedrungenen Thallus-
 teile zeigten mit der Zeit eine mehr oder weniger merkliche
 Verblassung und Reduktion der Chromatophoren, doch zu einer
 Bildung von echten Rhizoiden kam es nicht zu. Die Rasen sind
 sp?rlich bis m?ssig stark alternierend, seltener opponiert ver-
 zweigt. Ein deutlich ausgebildeter Hauptstamm ist nicht vor-
 handen, allein der meist niederliegende ?ltere Ausgangsteil des
 Rasens scheint kr?ftiger entwickelt, mit dickeren mehr kugelig
 angeschwollenen Gliederzellen. Diese in den Fadenspitzen sind
 zylindrisch, in der Mitte schwach und seicht, an den Querw?n-
 den st?rker eingeschn?rt, oder auch mehr tonnenf?rmig, 4?5,5 p.
 breit, in mittleren Thallusteilen s?lo, in ?lteren mehr rosen-
 kranzartig erscheinenden Fadenteilen auch bis 16 p. dick, l ?6
 mal, meist jedoch 3?4 mal so lang als breit; die Endzelle
 mehr verl?ngert, bis 8 mal so lang als breit, schwach vorgezo-
 gen und spitz abgerundet. Die Membran der Zellen ist ver-
 h?ltnismassig d?nn, im ?lteren Zustande h?chstens m?ssig dick,
 l?sst ohne Pr?paration eine eventuelle Schichtung nicht erkennen;
 ebensoeine T?pfelbildung an den Querw?nden ist kaum bemerkbar.
 Jede Zelle beherbergt je nach ihrem Wachstumszustand und dem
 Alter 10?35 scheibige parietale etwa 3 \i grosse Chromatophore.
 Die Scheibenform der Farbstofftr?ger bei unserer Alge trat in
 allen Kulturen deutlich zum Vordergrund. Wohl ist ihre Form
 nicht immer kreisrund, da sie beim dichteren Stehen polygonal
 abgeplattet erscheinen, auch vor der Teilung mehr verl?ngert
 sein k?nnen. Doch nie wurde eine rosenkranzartige Vereinigung
 28
der Scheibchen oder bandf?rmige Bildungen beobachtet. Je
 nach den Kulturbedingungen befindet sich in der Mitte der
 Zellen eine sp?rliche oder mehr weniger reichliche Anh?ufung
 bzw. ein Anballen des tr?pfchenf?rmigen oder k?rnigen br?unlich-
 orangen H?matochroms. Die Zellen sind auch im ?lteren Zu-
 stande einkernig; Taf. 1, Fig. 10 zeigt dies nach Pr?paraten,
 die mit Heidenhains Eisenh?matoxylin gef?rbt sind, sowohl an
 einem j?ngeren, wie ?lteren Thallusteile.
 Wie bemerkt, schwankt der Gehalt der Gonidiezellen an
 H?matochrom bei verschiedenen Kulturbedingungen nicht un-
 wesentlich. Dieselbe Erscheinung haben wir schon fr?her, Seite
 26, bei Besprechung der Kulturversuche mit der Flechte auf
 Agar erw?hnt. Wie dort, lies sich auch hier ein deutlicher Zu-
 sammenhang zwischen der gebildeten Menge des H?matochroms
 und der Trockenheit der Luft in den Kulturgef?ssen, auch dem
 allgemeinen Trockenzustande der ganzen Kultur, in viel gerin-
 gerem Masse jedoch eine Abh?ngigkeit von den Belichtungs-
 verh?ltnissen, feststellen. Die untergetaucht in schwacher Benecke-
 L?sung kultivierten Algenteile zeigten auch an leicht abge-
 schw?chtem Sonnenlichte gar keine Bildung von H?matochrom,
 blieben also freudig gr?n; die Kulturen in Luft auf Holz oder
 Agar beim leicht ged?mpften diffusen Tageslicht (Nordfenster)
 bildeten dagegen je nach dem Trockenzustande eine geringere
 oder gr?ssere Menge des ?lgel?sten Farbstoffes. L?sst man die
 auf Agar kultivierten Algenraschen dabei allm?hlich eintrocknen,
 so erscheint endlich, trotz des schwachen Lichtes, in den Zellen
 eine Ueberf?llung mit H?matochrom. Parallel damit bemerkt
 man auch eine Neigung zu der schon oben erw?hnten Bildung
 von Akineten; vergl. hierzu Taf. 1, Fig. 7?B. Diese Beobach-
 tungen lassen weiterhin den Umstand verstehen, dass die Alge
 noch in einem Konsortium mit dem Pilz, also in den Flechten-
 f?den an nat?rlichen schattigen Standorten und ungeachtet der
 dunklen Hyphenrinde, doch verh?ltnismassig so viel H?matochrom
 in ihren Zellen erzeugt. Die biologische Bedeutung des Farb-
 stoffes, die fr?her fast allgemeinen als diese des Lichtschutzes
 angesehen, von Senn und neuerdings auch von Gei 1 1 e r
 aber f?r diese eines Reservestoffes erkl?rt wurde, stimmt bei
 unserer Alge offenbar eher mit der Auffassung der letztgenannten
 Autoren ?berein. Gewisse Bedeutung kommt dem H?matochrom
 jedoch auch als einer Trockenschutzeinrichtung zu, die die Zell-
 saftkonzentration erh?ht und somit gegen Austrocknung wirkt;
 bei anderen Trentepohlia - Arten und unter gewissen ?usseren
 Umst?nden, hat das H?matochrom doch sehr wahrscheinlich auch
 die Funktion eines Lichtschutzes.
 Obwohl die Alge in den Kulturen einen ?ppigen vegetativen
 29
Wuchs zeigte, war eine Bildung von Reproduktionsorganen nicht
 nachzuweisen. Um sie m?glicherweise dazu zu veranlassen,
 haben wir das vielfach gebrauchte Verfahren von Klebs aus-
 probiert; darunter gab es keine gew?nschte Resultate ein pl?tz-
 licher Wechsel von Beleuchtungsintensit?t, abwechselndes Kulti-
 vieren an Licht von verschiedener St?rke und im Dunkeln, auch
 umgekehrt; ebenso die Uebertragung von festem Substrat (Agar)
 in Fl?ssigkeit (N?hrl?sung), oder aus N?hrl?sung in Leitungs-
 wasser brachte uns nicht zum Ziel. Dann versuchten wir die
 pH und den Gehalt an Phosphation des Kulturmilieus zu ?ndern
 bzw. zu erh?hen, dies sowohl durch Zugabe von bestimmter
 Menge von HCI, wie KH
 2
 P0
 4
 zu erreichen. Die ausprobierten
 pH ? Konzentrationen schwankten zwischen 4,0?6,7. Mit HCI
 bleiben die Erfolge auch hier aus, wohl aber mit Mono?alium-
 phosphat. Bei einer pH=4,0? 5,5 wandelten sich einige der
 kurzen einzelligen Seitenzweige der auf Objekttr?gern kultivierten
 Thallusteile in rundliche, 15?20 ix grosse Bildungen mit dunkel-
 gr?nem k?rnigem Inhalt um (Taf. 1, Fig. 11), die offenbar eine
 Art von Schw?rmerbeh?ltern waren. Diese blieben jedoch in
 der Regel auf dem ersten Entwicklungsstadium stehen. Es ge-
 lang uns aber einmal nach Uebertragung abends eines solchen
 in Benecke-L?sung+KH
 2
 P0
 4
 kultivierten Rasenst?ckes in Lei-
 tungswasser, am n?chsten Morgen bei folgender Untersuchung
 eine von den kugeligen Bildungen etwas seitlich apikal mit
 rundlichem Loch ge?ffnet und schon fast entleert zu bemerken
 (Taf. 1, Fig. 11); in ihrer N?he waren noch paar lebhaft beweg-
 liche Schw?rmer zu sehen, einer davon sogar noch in dem
 Beh?lter. Die Schw?rmer waren l?nglich birnenf?rmig, ca.
 10?12x4?6 [JL gross, mit zwei etwa k?rperlangen Cilien, meh-
 reren gr?nen Chromatophorscheiben und winzigen Tr?pfchen von
 H?matochrom. Die ?brigen Schw?rmer waren zwischen dem
 Rasen zu Ruhe gekommen und hatten sich dabei mehr oder
 weniger abgerundet. Ob es sich um Zoosporen oder Gameten
 hier handelte, war nicht zu entscheiden ; m?glicherweise waren
 diese doch geschlechtliche Schw?rmer, da die Form der Beh?lter
 mehr dem Durchschnittstypus der Gametangien als Zoosporan-
 gien in der Gattung Trentepohlia sich n?herte. Dass keine
 Kopulation beobachtet wurde, kann vielleicht auf eine vermutliche
 Heterothallie (Di?zie) der Form zur?ckgef?hrt werden.
 5. Vergleich der reingez?chteten Gonidiealge mit Tr. ger-
 manica Gl?ck und den freilebenden Trentepohlia - Arten
 Lettlands.
 Seinen Untersuchungen zufolge, erkannte Gl?ck in der
 Gonidiealge seines Coenogonium germanicum, das, wie wir es
 30
sahen, jetzt C. nigrum heissen muss, eine neue Trentepohlia-
 Art, die er Tr. germanica nannte; Gl?ck meint diese an dem
 Fundorte seiner Flechte auch im freilebenden Zustande gefunden
 zu haben. Simmer und Schmi d 1 c, in neuester Zeit auch
 Schade, sind nun der Meinung, dass G1?c k's Tr. germanica
 nichts anders, als nur eine Form der weitverbreiteten Tr. aurea
 ist. Wie sind nun die Beziehungen in dieser Hinsicht bei un-
 serer Gonidiealge? Zuvor sei die eventuelle Identit?t dieser mit
 der von Gl?ck aufgefundenen freilebenden Alge besprochen.
 Diese bildet bis 2 mm hohe reichlich verzweigte Raschen
 von orangeroter Farbe. Von einem dem Substrat anliegenden
 kriechenden Basalteil gehen ziemlich zahlreiche aufrechte ver-
 schiedenartig gebogene oder gekr?mmte einfache oder kurz und
 seitlich verzweigte ?ste ab. Die Zellen des Basalteiles sind
 bauchig angeschwollen bis fast kugelig, seltener mehr zylindrisch,
 7?16,8 jx dick, 12,6?21 u. lang, diese der Seitenachsen meist
 durchwegs zylindrisch, 5,6?9 \i dick, 9,8?35,6 u. lang. Die
 Schw?rmerbeh?lter sind h?ufig zu finden; sie entwickeln sich
 lateral oder terminal gew?hnlich an den aufrechten Sprossen,
 haben eine birn-bis eif?rmige, seltener kugelige Gestalt und
 sind bei 18?28 [x L?nge 11,2?22,4 ?x breit; ihre Er?ffnung
 erfolgt mittels eines runden apikalen Loches. Gl?ck nennt
 diese Beh?lter Zoosporangien, doch hat er derer Auschw?r-
 men und die Produkte nicht gesehen. Der Form nach scheinen
 sie eher Gametangien zu sein. Beim Vergleich seiner Alge mit
 anderen beschriebenen Trentepohlia-Arten, kommt Gl?ck zu
 dem Schl?sse, dass jene am n?chsten verwandt mit Tr. uncinata
 Gobi sei. Als Unterschiede hebt er allerdings die abweichende
 Gestalt der Sporangien und die bedeutend kleinere Gr?sse sei-
 ner Alge hervor. Der erste Hinweis G1?c k's bedarf soweit
 einer Korrektion, als die Schw?rmerbeh?lter von Tr. uncinata of-
 fenbar Zoosporangien (Stielsporangien), diese der Tr. germanica
 dagegen wahrscheinlich Gametangien (Kugelsporangien) sind, so
 dass sie in diesem Falle nicht zu vergleichen sind. Da Tr. un-
 cinata allem Anscheine nach nur eine Entwicklungsform von
 Tr. umbrina ist, kommen wir noch auf diese Frage weiter unten
 zur?ck. Wie bemerkt, halten einige Verfasser nicht f?r ausge-
 schlossen, dass die Gl?ck'sche Form nur eine Abart von
 Tr. aurea darstellt. Dagegen spricht, unserer Meinung nach,
 erstens die Farbe der fraglichen Alge (orangerot), die bei Tr. aurea
 zwischen goldgelb und gelborange schwankt, jedoch niemals rot-
 stichig ist; zweitens kommen in Betracht die im allgemeinen
 merklich d?nneren, nach den Enden nicht zugespitzten Zweige,
 drittens die kleineren und meistens an den aufrechten Sprossen
 sogar terminal entstehenden Kugelsporangien, die bei Tr. aurea
 31
etwas gr?sser und gew?hnlich mehr im Basalteil des Sprosses
 zu finden sind. Die angef?hrten Merkmale scheinen uns daf?r
 zu sprechen, dass die G1?c k'sche Trentepohlia einen besonde-
 ren, selbst?ndigen Typus repr?sentiert, der trotz den zylindrischen
 Gliederzellen doch n?here Beziehungen zu dem Verwandschafts-
 kreis der Umbrina - Gruppe aufweist.
 Die von uns sowohl in der Flechte, wie in Reinkultur unter-
 suchte Gonidiealge zeigt nun weitgehendere ?bereinstimmung
 mit Tr. germanica in der Gr?sse des Rasens und der Spross-
 elemente. Die Sprosse sind allerdings reichlicher und regel-
 m?ssiger verzweigt, was doch auf die Kulturbedingungen sich
 zur?ckf?hren l?sst. Ausserdem sind die vegetativen Zellen un-
 serer Pflanze weniger zylindrisch, die beobachteten Schw?rmer-
 beh?lter durchaus kugelig. Was endlich die Farbe der Raschen
 anbelangt, so ist diese bei der Gonidiealge, je nach den ?usse-
 ren Bedingungen fast reingr?n, gelblich bis br?unlichorange ;
 r?tliche Abt?nung, wie bei Tr. umbrina oder Tr. iolithus, kam
 in unseren Kulturen nicht zum Vorschein. Auch die br?unlich-
 orange Farbe konnte nur an solchen Raschen beobachtet werden,
 die bei Trockenheit gewachsen und zur Bildung von Ruhezellen
 (s. S. 29) geschritten waren. Ob Tr. germanica Ruhezellen aus-
 bilden kann, ist nicht bekannt. M?ge nun auch, wie wir es
 sahen, mehreres f?r die Identit?t der Gonidiealge von C. nigrum
 mit Tr. germanica Gl?ck sprechen, sind die eben erw?hnten
 Unterschiede doch nicht ausser Acht zu lassen. Einen entschei-
 denden Urteil hier?ber zu sagen wird nur m?glich nach erneu-
 erter Untersuchung der Tr. germanica, wie im Freien, so in
 Kulturbedingungen.
 Von unseren einheimischen Trentepohlia - Arten sei nun zu-
 erst Tr. aurea in Vergleich gezogen, da diese mehrfach f?r die
 Gonidie von C. nigrum angesprochen worden ist.
 Trentepohlia aurea (L.) Mart, ist eine in Lettland stellen-
 weise auf Dolomitfelsen des Daugava-, Lielupe- und Venta-
 Flusstales reichlich vorkommende Alge, die wir auch von kalk-
 haltiger Unterlage aus Eesti und Finnland untersuchen konnten.
 Niemals ist es uns jedoch in diesen Gegenden Tr. aurea von
 Silikatgesteinen, Sandsteinfelsen und Granitbl?cken, entschieden
 auch nie als einen Epiphyten auf der Rinde irgendwelcher
 B?ume zu sehen gelungen; wo sie gelegentlich auf einigen
 Moosrasen der Dolomit- und Kalkfelsen ?bergeht, sind diese
 immer mit einer verschieden starken Kalkkruste bedeckt. Silikat-
 gesteine sowie die ihnen reaktionsmassig an der Seite stehenden
 schwach sauren Rindensubstrate meidet Tr. aurea bei uns und
 wahrscheinlich ?berall an der Nordgrenze ihrer Verbreitung.
 Die Flechte Coenogonium nigrum scheint in dieser Hinsicht nun
 32
einen Antipoden von Tr. aurea zu bilden: sie kommt nicht nur
 in Lettland, sondern auch an den untersuchten Stellen in Eesti
 und Finnland, wie ?berhaupt an allen anderen bekannten Fund-
 orten in Europa nur auf kalkfreier Unterlage vor. Schon diese
 Verschiedenheiten in den ?kologischen Bed?rfnissen beider Pflan-
 zen wecken einige Bedenken gegenso baldige Identifizierung der
 Gonidiealge von C. nigrum mit Tr. aurea. M?ge nun auch das
 Zusammenleben mit dem Pilz daf?r verantwortlich sein, dass die
 eventuelle Tr. aurea als Gonidie bei uns auch saure Substrate
 zu bewohnen imstande w?re, so spricht doch gegen eine solche
 Vereinigung eingehendere vergleichende Analyse der wichtigsten
 Merkmale beider Pflanzen.
 Die Wuchsform der Gonidiealge in Reinkultur ist wohl
 dieser bei Tr. aurea ?hnlich: sie bildet mehr oder weniger zu-
 sammengeflossene Poisterchen und ?berz?ge. Die unregelm?ssig
 seitlich verzweigten, am Ende deutlich zugespitzten F?den von
 Tr. aurea (Abb. 2) sind aber etwa doppelt so stark, wie diese
 der Gonidie, in den Spitzen 6?B \i, unten bis 21, ja sogar 30 u
 breit, ihre Gliederzellen 3?6 mal so lang. Auch sind die Zweig-
 enden bei der Gonidiealge nie so auffallend zugespitzt. Die
 Zellmembran von Tr. aurea ist gew?hnlich dick und ihre ?ussere
 Schicht l?sst h?ufig eine L?ngsstreifung feststellen, was nicht
 bei jener der Fall ist. Entsprechend den bedeutend gr?sseren
 Zellen, enthalten diese bei Tr. aurea sch?tzungsweise 2?7 mal
 so viel (je nach der Zellengr?sse 50?200) scheibige Chroma-
 tophore, als dies bei der Algenkomponente von C. nigrum der
 Fall ist; die Chromatophoren bei jener sind auch kleiner, als
 bei dieser. Es sei hier noch auf die eingehenderen Unter-
 suchungen von Geitler ?ber die Form der Chromatophoren
 bei Tr. aurea hingewiesen. Geitler hat bei dieser Art, nach
 Behandlung mit Silbernitrat mitunter auch zu rosenkranzarti-
 gen Spiralb?ndern vereinigte Bildungen festgestellt. Wir haben
 diese Methode bei unseren Untersuchungen nicht benutzt, die
 Pflanzen allein in lebendem Zustande bez?glich ihrer Chroma-
 tophoren gepr?ft, doch parallel zu dem frischen Freilandmateriale
 immerhin auch Proben, die, zwecks Verminderung der die Unter-
 suchung st?renden Reservestoffe, einige Tage (24?48 Stunden)
 im Dunkeln aufbewahrt oder beim geschw?chten Lichte gez?ch-
 tet waren, in Vergleich gezogen. In dieser Weise erscheinen
 die Chromatophoren unzweideutig in Form von kleinen 1,5?2,5 \i
 im Durchmesser erreichenden.Scheibchen, die bisweilen in kurzen
 knotig eingeschn?rten B?ndern auftreten k?nnen. In j?ngeren
 Zellen schliessen sich die Chromatophoren peripher dicht zu-
 sammen, so dass es zu polygonaler Abplattung der Scheibchen
 kommen kann ; in ?lteren Zellen sind diese dagegen meist von-
 33
Abb. 2. Trentepohlia aurea von Dolomitufern der Abava bei ?Rumba" unweit
 Sabile in Lettland, einges. 12. 7. 24. 1 Sprossst?ck mit entleerten Kugel-
 sporangien (G) und noch nicht ge?ffneten Stielsporangien (Z), X34 0; 2?3 ein
 j?ngeres und ein v?llig entwickeltes Stielsporangium, X534; 4 abgefallenes
 reifes Stielsporangium, X 534; Subsporangial -bzw. Stielzelle.
 34
einander ger?ckt, kreisrund. Die Zellen von Tr. aurea sollen
 im alteren Zustande hin und wieder polyenergid sein, diese der
 Gonidie sind entschieden monoenergid. Das H?matochrom hat
 bei jener Pflanze unter dem Mikroskop eine mehr goldgelbe,
 bei dieser br?unlichorange Farbe.
 Verschieden sind auch die beobachtetenReproduktionsorgane
 der beiden in Vergleich gezogenen Trentepohlien. Bei Tr. aurea
 kommt es zur Ausbildung von rundlichen oder ovalen
 22?25x20?22 jjl grossen Stielsporangien oder den mehr krug-
 f?rmigen bis fast kugeligen sitzenden, 27?33x25?27 ja grossen,
 Gametangien. Die zur Entwicklung gekommenen sitzenden
 Schw?rmerbeh?lter der gez?chteten Gonidie, sind von diesen
 durch die deutlich kugelige Form und betr?chtlich kleinere
 Gr?sse verschieden. Die genannten weitgehenden Unterschiede
 scheinen uns nicht f?r eine Artidentit?t der Gonidiealge von
 C nigrum mit Tr. aurea zu sprechen.
 Als weitere einheimische Trentepohlia- Art, die hier bespro-
 chen werden k?nnte, ist Tr. annulata Brand zu nennen. Diese
 verh?ltnismassig wenig bekannte Alge haben wir von zwei Stand-
 orten aus Lettland untersuchen k?nnen, von einem Fichten-
 mischwalde bei Slampe (Z.) und der Naturschonst?tte Moricsala
 im Usma-See (K ). Die Pflanze w?chst in niedrigen, kaum ?ber
 1 mm hohen, sammetartigen gelbgr?nen Ueberz?gen auf St?cken
 und gefallenem leicht vermodertem Holz von einigen Laub- und
 Nadelh?lzern, an feuchten . m?ssig beschatteten Stellen. Aus ei-
 nem kriechenden Basalteile erheben sich am Grunde sp?rlich
 verzweigte, oben meist einfache, 9,5?33 jx dicke aufrechte
 Zweige. Ihre zylindrischen Gliederzellen sind an den Quer-
 w?nden nur wenig verengt und 172?3 mal so lang, wie breit,
 mit hyaliner bis 2ja dicker Membran. Tr. annulata ist also, trotz
 des niedrigen Wuchses, noch kr?ftiger gebaut als Tr. aurea,
 kommt in dieser Hinsicht bei unserem Vergleich kaum in
 Betracht. Auch die Zahl der Chromatophorscheibchen in den
 Zellen von Tr. annulata ?berwiegt etwa um das Doppelte diese
 bei unserer Gonidie. Die Ansammlungen von H?matochrom
 treten hier sp?rlicher auf, als bei irgendeiner anderen einhei-
 mischen Trentepohlia - Art. Die Vermehrung von Tr. annulata
 geschieht mittels terminal an den aufrechten Sprossen erzeugter
 eigenartiger Stielsporangien, die hier auch unter Trichtersporan-
 gien (Brand) bekannt sind. Diese sind von den Stielsporan-
 gien bei Tr. aurea recht verschieden und f?ngieren gew?hnlich
 als Zoo-, mitunter jedoch auch als Aplanosporangien oder rich-
 tiger gesagt gewissermassen als Akineten, indem sie als Ganzes
 auskeimen. Doch typische Ruhezellen, wie bei Tr. umbrina,
 Tr. iolithus und der gonidialen Form, sind bei Tr. annulata
 3*
 35
nicht bekannt. Aus dem Besprochenen geht mit Sicherheit her-
 vor, dass auch Tr. annulata bei der Identifizierung unserer
 Gonidiealge nicht in Frage kommt.
 Die beiden ?brigen lettlandischen Trentepohlia-Arten, Tr.
 iolithus (L.) Wallr. und Tr. umbrina (K?tz.) Born, scheinen auf
 den ersten Hinblick kaum etwas gemeinsames mit der Gonidie
 bzw. auch G 1?ck' s Tr. germanica zu haben, da sie bekanntlich,
 besonders jedoch Tr. umbrina in der Natur nur als stark redu-
 zierte Dauerstadien auftreten; die F?den dieser Trentepohlien
 zerfallen n?mlich gr?sstenteils unter Ausbildung dicker Zell-
 membrane und Losl?sen der Glieder voneinander in einzelne
 Zellen oder kurze wenig verzweigte Fadenst?cke. Tr. umbrina
 und teils auch Tr. iolithus kommen unter den gew?hnlichen
 Aussenbedingungen im Freien also niemals in wohlausgebildeten
 Rasen oder gr?sseren normal aussehenden mehr oder weniger
 zylindrischen verzweigten Sprossen vor, sondern bei ihnen ist
 die gew?hnliche vegetative Wuchsform durch widerstandsf?higeres
 Dauerstadium ersetzt. Dies ?ussert sich auch in der Reichhal-
 tigkeit der Zellen an H?matochrom. Die Vermehrung geschieht
 entweder auf rein vegetativem Wege, indem die Zellteilungen hier
 auch von einem Zerfall des Sprosses in-einzelne Elemente oder
 wenigzellige, kurzgliedrige Fadenst?cke begleitet werden k?n-
 nen, oder mittels Schw?rmer, die in Sporangien und Gametangien
 gebildet werden. Die Schw?rmer, die beim Benetzen des Lagers
 durch Regenwasser oder Tau befreit werden, kommen zur Ruhe
 und keimen aus gew?hnlich in den mehligen oder filzigen Lagern
 der einen oder anderen Art; damit tragen sie zur Verwirrung
 und Zerst?ckelung dieser Trentepohlia-?betz?ge bei. Trotz dem
 scheinbaren Unterschiede im Habitus von Tr. umbrina und
 Tr. iolithus hat die zu vergleichende Form doch mehrere wichtige
 gemeinsame Organisationsz?ge mit diesen zwei Arten. Es ist
 das erstens die gleiche F?higkeit zur Akinetenbildung, zum Zer-
 fall der F?den unter Umst?nden ? haupts?chlich bei andauernder
 Trockenheit in Bedingungen eines Luftlebens ? in dickwandige
 h?matochromreiche Dauerzellen. Diese sind weder bei Tr. aurea,
 noch Tr. annulata und der dritten europ?ischen Form aus diesem
 Verwandschaftskreise, der in Lettland noch nicht nachgewiesenen
 Tr. abietina (Flotow) Hansg. bisjetzt beobachtet worden. Wohl
 sind die Ruhezellen bei der Gonidie von Coenogonium nigrum,
 entsprechend den kleineren vegetativen Zellen, weniger gross,
 als bei Tr. umbrina oder Tr. iolithus. Andererseits ist es nun
 auch m?glich durch Kulturversuche einige Schl?sse dar?ber zu
 ziehen, wie der normale vegetative Spross der beiden letzt-
 genannten Arten aussehen m?sste, oder einst ausgesehen hat.
 Einmal haben wir schon die ?ltere Arbeit Gobi's (1871)
 36
hier?ber, die auf Beobachtungen am Freilandmateriale sich st?tzt,
 dann die Kulturversuche von Deckenbach (1893). Gobi
 als erster spricht die Vermutung aus, dass Tr. umbrina nichts
 anderes, als das Ruhestadium einer h?her entwickeltenForm sei.
 Das dies tats?chlich so ist, hat dann Deckenbach bewiesen.
 Er kultivierte die Alge in feuchten Kammern und sah dabei die
 orangen einzelligen oder in kurzen perlschnurartigen Reihen zu-
 sammenh?ngenden Dauerstadien zu langen gr?nen, zylindrischen
 und verzweigten F?den auswachsend. Nach einigen Monaten
 gaben die neugebildeten Raschen zuerst die Flaschen- resp. Kugel-
 sporangien, die meist als Gametangien gedeutet werden, sp?ter
 auch die Stielsporangien, die offensichtlich Zoosporen produzieren.
 Da diese beiden Beh?ltertypen in ihrer Form und Ausbildungs-
 weise bei Tr. umbrina in Kultur ziemlich an solche bei Tr. aurea,
 Tr. lagenifera (Hildebr.) Wille und Tr. uncinata (Gobi) Wille
 erinnern, meint Deckenbach nun diese vier Arten in eine
 einzige Tr. polymorpha Deck, vereinigen zu k?nnen. N?her auf
 diese interessante Frage hier einzugehen, w?re uns aus den
 Rahmen dieser Mitteilung f?hren. Nur mit einigen Bemerkungen
 wollen wir uns beschr?nken. Sicher ist wohl, wie schon Gobi
 selbst in seiner oben zitierten Arbeit das tut, dass Tr. uncinata
 nur als eine in der Natur schon wohlentwickeltere Wuchsform
 von Tr. umbrina aufgefasst werden muss. Doch f?hrt sie wieder
 Fischer in Bearbeitung der m?hrischen und westschlesischen
 Trentepohlia- Arten als einen selbst?ndigen Typus an. Die allein
 auf einigen ?hnlichkeiten in der Form der Vermehrungsorgane
 sich st?tzende Konnexion auch von Tr. aurea hierzu, scheint
 uns dagegen nicht begr?ndet zu sein; ein n?herer Vergleich der
 Merkmale vegetativer, wie reproduktiver Thallusteile dieser
 Trentepohlien schliesst solche Vereinigungsm?glichkeit aus. ?ber
 Tr. lagenifera, die wir aus eigener Anschauung nicht kennen
 ein n?heres Urteil auszusagen, ist uns nicht m?glich.
 ?hnliche Kulturversuche haben auch wir durchgef?hrt. Man
 kommt bei Tr. umbrina in dieser Hinsicht ?usserst rasch zum
 Ziel. Die im Juli und August unter eine Glassglocke als Feucht-
 kammer am Westfenster gebrachten m?glichst reinen Lager
 dieser Alge auf Borke verschiedener B?ume, zeigten schon nach
 einer Woche, mit unbewaffnetem Auge betrachtet, die Ausbil-
 dung deutlich erkennbarer aufrechter Sprosse. Im Mikroskop
 sieht man, dass die ?usseren Schichten der dicken Membran an
 den gew?hnlich 15?33 ja breiten, I?2 mal so langen rundlichen
 oder ovalen Trentepohlia-RuhezeMen aufgesprengt ist und aus der
 Risssteile junge, verschieden lange, zylindrische, gr?nliche F?den
 sich hervorstrecken (Abb. 3, Fig. 2?5); die Membran der aus-
 wachsenden Sprossen wird von der innersten Schicht der Ruhe-
 37
Abb. 3. Trentepohlia umbrina. 1 die gemeine Wuchsform (Ruhezellen) der
 Alge im Freien, von der Borke einer Erle, Bulduri, einges. 28. 6. 34, auch ein
 entleertes Kugelsporangium, X340; 2?4 Aussprossung der Ruhezellen bei
 Feuchtkammerkultur, X534; 5 Wuchsform der Alge aus einer 4 Monat alter
 Kultur in Feuchtkammer, X340; g= Kugelsporangien. 6 Stielsporangium der
 Alge nach Deckenba ch, ca. X 340.
 38
Zellmembran ausgebildet. Bei andauernderKultur fangen an die
 kurzen F?den zu gr?sseren seitlich allerdings sp?rlich und lang
 verzweigten Sprossen auszuwachsen. Gew?hnlich bildet sich auf
 dem Substrat ein kriechender mehr oder minder verzweigter
 Basalteil, der aufrechte einfache oder sp?rlich verzweigte Seiten-
 zweige tr?gt. Die Gliederzellen des so auswachsenden Sprosses
 sind zylindrisch oder leicht tonnenf?rmig, an den Querw?nden
 schwach eingeschn?rt, B?ls jx breit, 3?6 mal (27?76 u.) so
 lang; ihre Endzellen vielleicht etwas mehr zugespitzt, nur wenig
 l?nger, als die ?brigen vegetativen Zellen. Membran m?ssig
 dick. Charakteristisch f?r die so gewachsenen Zellen von
 Tr. umbrina scheint die starke T?pfelbildung an den Querw?nden.
 Die Zahl der sch?n lichtgr?nen Chromatophore l?sst sich mit
 Bestimmtheit nicht feststellen, da die zahlreichen, wohl bis hun-
 dert Scheibchen z?hlenden Farbstofftr?ger peripher sehr dicht
 gedr?ngt und zusammengeschlossen gelagert sind. Geitler
 stellte bei Tr. umbrina in Kultur auf Benecke-Agar das Auftreten
 von spiralb?ndigen Chromatophoren fest. In unseren Feucht-
 kammerkulturen und auf dem nat?rlichen Substrat ? der Rinde
 verschiedener B?ume ? gelang uns ?hnliche Bildungen nicht
 zu beobachten. Das H?matochrom der gekeimten Ruhezellen ist
 heller geworden und, da es vermutlich auch als Reservestoff von
 der Pflanze ausgenutzt wird, meistens nur mehr in der Mitte
 der Zellen ?brig geblieben und zusammengeballt. Die als Ga-
 metangien aufgefassten sitzenden rundlich flaschen- bis verkehrt
 birnf?rmigen Schw?rmerbeh?lter (Kugelsporangien) entstehen so-
 wohl interkalar, wie terminal bzw. auch lateral; abgesehen von
 der halsartig vorgezogenen Entleerungsausst?lpung sind diese
 Bildungen mitunter den vegetativen Zellen ziemlich ?hnlich,
 auch der Gr?sse nach. Man findet sie bekanntlich vereinzelt
 auch in jedem Freilandmateriale, besonders von trockenen, regen-
 und taugesch?tzten Standorten, wo die Gelegenheit zum Aus-
 schw?rmen seltener geboten ist: es gen?gt solches nur mit
 Wasser auf dem Objekttr?ger zu benetzen, um nach einigen
 Minuten den Austritt der Schw?rmer aus einzelnen den Ruhe-
 zellen ?hnlichen Beh?ltern beobachten zu k?nnen. Die Stiel-
 sporangien, die so ziemlich an solche bei Tr. aurea und Tr.
 iolithus erinnern, sind uns nicht zu Gesicht gekommen. Nach
 Deckenbach entstehen sie terminal an den aufrechten
 Sprossen. (Abb. 3, Fig. 6.)
 Vergleicht man nun die in Kultur gez?chteten Pflanzchen
 von Tr. umbrina mit diesen der Gonidiealge, so bemerkt man
 wieder mehrere wichtige Unterschiede, wie hinsichtlich der Gr?sse,
 der Verzweigungsart und der T?pfelbildung, so auch bez?glich
 der Zahl der Ghromatophoren und der Gestalt der Kugelsporan-
 39
gien. Diese Eigent?mlichkeiten beider Formen schliessen auch
 hier eine Identit?tsm?glichkeit aus.
 Es bliebe noch Tr. iolithus in dieser Hinsicht zu pr?fen
 ?brig. Leider ist es bisjetzt nie gelungen diese Art eine l?ngere
 Zeit zu kultivieren, geschweige denn in Reinkultur zu z?chten
 und untersuchen. Meist kommt die Pflanze in Feuchtkammern
 und auf k?nstlichen N?hrb?den zu einem Wachstumstillstand und
 Zerfall der F?den in einzelne Fragmente. Nun wird aber Tr. iolithus
 von S i m me r (1900) mit Bestimmtheit als Gonidie eines Coe-
 nogonium aus dem Kreuzeckgebiete in Oberk?rnten genannt.
 Dieser aus dem C. germanicum (= nigrum) eliminierten Art gibt
 Sim m e r den Namen C. Schmidlei. Habituell sollen die Unter-
 schiede der letztgenannten Flechte gegen die erstgenannte haupt-
 s?chlich in dem niedrigeren Wuchs, den weniger dicken und
 mehr torul?sen Thallusf?den sich ?ussern; die knotige Beschaf-
 fenheit der F?den von C. Schmidlei wird als durch die tonnen-
 f?rmigen Gliederzellen der eventuellen gonidialen Tr. iolithus
 bedingt erkl?rt. C. Schmidlei kommt nach S i mm e r auf Glimmer-
 und Tonschifer, mitunter jedoch auch auf Kalk, in einer H?he
 von 1200?2100 m vor, dagegen fand er C. germanicum nur auf
 Moosen und faulen ?sten in einer H?he von 900?1600 m ?. d. M.
 Als charakteristisch f?r die Gonidie von C. Schmidlei wird noch
 die schuppige Aussenstruktur der Membran hervorgehoben.
 Simmer meint, dass schon Gl?ck diese Art untergekommen
 ist, worauf Fig. 3 seiner Taf. 7 deuten soll. Ziehen wir nun
 hierzu unser lettlandisches Coenogonium in Vergleich, so sehen
 wir, dass die Torulosit?t der F?den schon in einem jeden Rasen-
 st?ck grossen Schwankungen unterworfen ist. Die j?ngeren
 Spitzen der Thallusf?den sind gew?hnlich mehr zylindrisch oder
 nur schwach knotig, die ?lteren niederliegenden Fadenteile sind
 dagegen meist stark torul?s. Auch die ?kologischen und eda-
 phischen Bedingungen des Standortes scheinen nicht ohne Ein-
 fluss in dieser Hinsicht auf die F?den zu bleiben: je trockener
 das Substrat, auf welchem unsere Flechte w?chst, desto knorriger
 und st?rker knotig erscheinen die hier gewachsenen Flechtenf?den.
 Somit st?nde das Coenogonium unseres Sandsteins den Merk-
 malen nach eswa in der Mitte zwischen C. germanicum (= nigrum)
 in der Auffassung Simmer's und seinem C. Schmidlei] dies
 betrifft auch die Gonidie, die mit glatter Membran, doch mit
 mehr oder minder tonnenf?rmigen Gliederzellen ist. Es scheint
 uns darum wahrscheinlich, dass C. Schmidlei nur ein montaner
 Oekotyp von C. nigrum ist. Auch Schade weist auf die
 grosse ?hnlichkeit beider Flechten hin. Dennoch l?sst alles das,
 was wir ?ber die Freilandform von Trentepohlia iolithus und
 ihrer Verbreitung wissen eine Identifizierung mit der Gonidie
 40
der letztgenannten Flechte kaum zu. Es ist jedoch m?glich,
 dass der Flechtenpilz von C. nigrum mitunter auch die benachbart
 auf Felsen etc. wachsenden anderen Trentepohlia-Arten teilweise
 und vor?bergehend mit seinem Hyphengeflecht ?berziehen kann.
 So w?ren dann die angef?hrten Verschiedenheiten in der Beschrei-
 bung der Gonidiealge von C. nigrum zu verstehen.
 Hier m?chten wir noch in einigen Worten die Verwertung
 der in Kultur erhaltenen Trentepohlia-Wuchsformen als Vergleichs-
 material f?r systematisch-taxonomische Untersuchungen und ?ber-
 legungen besprechen. Einige fr?here Autoren, wie Deckenbach
 und Meyer, haben diese f?r weitgehendere Vergleiche benutzt
 und auf Grund dessen einige Umstellungen in der Artbegrenzung
 einheimischer Trentepohlia-?brmen vorgenommen. Zu ganz an-
 derer Folgerung ist Brand (1902) gekommen: er h?lt sich ent-
 schieden verneinend gegen eine solche Verwertung der Trente-
 /7oMfl-Kulturformen, da diese nach ihm meist als entartet und
 abnorm entwickelt aufgefasst werden m?ssen. Nun scheint es
 uns, dass die ablehnende Haltung Brand's hier nicht begr?ndet
 ist. Obschon es bei den Trentepohlien um typische aeroph?e
 Algen sich handelt, kann ihre Z?chtung z. B. in Feuchtkammern,
 falls die Luft nicht allzu feucht gehalten wird, kaum als f?r diese
 Pflanzen ganz ungeeignete, regelwidrige Bedingung aufgefasst
 werden, da sie ja auch an den nat?rlichen Standorten hinsichtlich
 der Feuchtigkeit grossen Schwankungen unterworfen sind. Die
 von uns so erhaltenen Trentepohlia-Sprosse, auch auf Agar,
 sahen sehr lebenskr?ftig und regelm?ssig entwickelt aus; sie
 zeigten keine Bildungen, die als Abnormit?ten bezeichnet werden
 konnten. Dies gilt doch nicht v?llig f?r die Pflanzchen, welche
 in N?hrl?sungen kultiviert wurden. Die schon sehr abweichenden
 Lebensbedingungen in diesem Falle kommen ziemlich bald zum
 Ausdruck in der Verspillerung der Sprossen, folgendem Wachs-
 tumsstillstand etc.
 6. Vorl?ufige Kulturversuche mit dem Flechtenpilz.
 Die Aufgabe unserer Untersuchungen ?ber Coenogonium
 nigrum war eigentlich nicht die Zerlegung der Flechte in ihre
 Komponenten und die Reinkultur beider Bestandteile. Anfangs
 beabsichtigten wir allein ihre Gonidie n?her zu untersuchen.
 Doch im Laufe der Arbeit kamen wir zu einigen provisorischen
 Versuchen, auch den eigentlichen Flechtenpilz, abgesehen von
 den eventuellen Parasymbionten, in Reinkultur auf Agar zu be-
 kommen. Dazu verwendeten wir die in destilliertem Wasser
 kultivierten Flechtenf?den, deren Hyphenrinde in einzelne lange
 Pilzf?den ausgewachsen war (s. S. 20). Und zwar haben wir
 einige dieser Hyphen abgeschnitten und auf den N?hrboden
 41
?bertragen. In paar F?llen haben wir auch ganz zuf?llig aus
 einigen, zwecks derFlechtenkultur auf Benecke-Agar ?bertragenen
 F?den von C. nigrum allein den Pilz weiterwachsend erhalten.
 Dieser wuchs allerdings sehr langsam, verfl?ssigte den Agar nicht
 und bildete dabei auf diesem kleine schwarze scharf begrenzte
 rundliche bis mehr unregelm?ssige Polsterchen. In 8 Monaten
 erreichten diese nur etwa 4 mm im Durchmesser bei einer Dicke
 von 0,5?1 mm. Die krustigen Polsterchen bestanden aus einer
 festen bzw. harten Verflechtung (Plektenchym) der dunklen Pilz-
 hyphen. Etwaige Differenzierung in einer Rinden- und Mark-
 schicht war nicht festzustellen. Auch eventuelle Fruktifikations-
 organe wurden nicht beobachtet, so dass wir die von W a i n i o
 vermutete Zugeh?rigkeit des Pilzes zu der Hyphomyceten Gat-
 tung Helminthosporium nicht best?tigen konnten.
 7. Schlussfolgerungen.
 Die vorliegende Untersuchung ?ber die Flechte Coenogonium
 nigrum und ihre Gonidiealge bringt uns zu folgenden Schluss-
 folgerungen. Die Gonidie geh?rt, wie dies unsere Versuche
 zeigen, unzweifelhaft zu der Gattung Trentepohlia. Sie l?sst
 sich leicht aus der Flechte isolieren und in Reinkultur weiter
 z?chten, wobei ihre Eigenschaften n?her untersucht werden
 konnten. Den Merkmalen nach ist sie mit keiner der freilebenden
 Arten Lettlands auch ganz Europas sicher zu identifizieren.
 Es scheint uns darum nicht ausgeschlossen, dass die Gonidie-
 alge von C. nigrum in dem erw?hnten Gebiete als freilebende
 Form garnicht vorkommt. Da die Coenogoniaceen eine Flechten-
 familie vorwiegend w?rmerer L?nder ist, scheint nicht ausge-
 schlossen, dass bei C. nigrum als Gonidie eine exotische, m?g-
 licherweise pal?otropische Trentepohlia-Art vorkommen kann.
 Doch ist bei solchen Vermutungen immer Vorsicht geboten, da
 ein Teil der Flechtenalgen h?chstwahrscheinlich nicht mehr im
 Freien, sondern als mehr oder weniger ver?nderte biologische
 Rassen resp. auch besondere Elementartypen nur in Flechten-
 k?rpern zu finden sind und fortleben. Die Flechte C. nigrum
 selbst bevorzugt bei uns mildere, gesch?tzte oder wenig expo-
 nierte, mikroklimatisch g?nstige Standorte; ob es sich hier nicht
 um ein Relikt des nacheiszeitlichen (atlantischen) W?rmeperiodes
 sich handelt, bleibt dahingestellt. Dies ist umsomehr nicht
 ausser Acht zu lassen, da die Pflanze in unserem Gebiete offenbar
 nur auf rein vegetativem Wege sich zu vermehren imstande ist;
 diese Vermehrungsweise jedoch, bei der relativen Gr?sse der
 Thallusf?den und dem Fehlen von Soredien, schliesst die Ver-
 breitungsm?glichkeit auf gr?ssere Strecken aus. Die wenigen
 zerstreuten Standorte der Flechte an der Nordgrenze ihrer Ver-
 42
breitung k?nnen darum eher als zur?ckgeblieben aus einst
 gr?sserem, mehr zusammengeschlossenem Verbreitungsgebiete
 aufgefasst werden. Weiterhin ist es nicht Zufall, dass die beiden
 europ?ischen Coenogoniaceen?Coenogonium nigrum undRacodium
 rupestre ? Formen mit dunklen fasst schwarzen Thalli (dunkle
 Hyphenbekleidung) darstellen: die dadurch bedingte erh?hte
 W?rmeabsorbtion erm?glicht diesen Pflanzen das Fortleben an
 gesch?tzten Standorten auch noch verh?ltnismassig weit im Norden.
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 Erl?uterung zur Taf. I.
 Fig. 1. Die Flechte Coenogonium nigrum (Huds.) Zahlbr. Habitusbild,
 nat. Gr?sse.
 ?
 2. Verzweigter Fadenst?ck der Flechte vom Freilandmateriale, X4OO.
 ?
 3. Innerhalb 2 J/2 Monaten neugewachsene Fadenspitze, bei der Kultur
 der Flechte unter Glassglocke, X540.
 ?
 4. Vom Flechtenfaden sperrig auswachsende Pilzhyphe aus einer
 Kultur in destilliertem Wasser, X 700.
 ,
 5. Aus der Hyphenrinde herauswachsende Gonidie, von einer
 C. nigrum-Ku\tm auf Benecke-Agar, X7OO.
 ,
 6. Ein gr?sserer verzweigter Teil der auswachsenden Gonidie beim
 Trockenwerden der Luft in dem Kulturgef?ss: die Zellen werden
 h?matochromreicher. Eine Pilzhyphe ist st?rker als die ?brigen
 gewachsen und hat den unteren Zweig der Gonidiealge in losen
 Spiralen umwoben, X 400.
 ,
 7.?8. Beim allm?hlichen Eintrocknen der Agarkufturen von C.nigrum
 bildet die ausgewachsene Gonidie an den Fadenspitzen Ruhe-
 zellen (Akineten), X 700.
 , 9. Ein Sprossst?ck der Gonidiealge von Reinkultur auf Holz, X 400.
 ?
 10. J?ngeres und ?lteres Fadenst?ck der reingez?chteten Gonidie
 nach Fixierung mit Carnoy'schem Gemisch und F?rbung mit
 Heidenhains-Eisenh?matoxylin, X700.
 ?
 11. Fadenst?ck der Gonidie mit Kugelsporangien; eins davon ge?ffnet
 und fast entleert; sichtbar einige Schw?rmer (cv. Gameten), X540.
 44
ACTA HORTI BOT. UNIV. LATVIENSIS, VIII.
 Valstspap?ru spiestuve.
 Tab. I.
??rpis Coenogonium nigrum (Huds.) Zahlbr.
 un vi?a gonidija.
 H. Skuja un Margarita Ore.
 Starp m?su smil?akmena kriptog?miem, sevi??i uz da?iem
 viegli ap?notiem m?reni mitriem ie?iem Gaujas ielej?, viena no
 ac?s kr?to??k?m augu form?m ir k?da samtaini melna vai meln-
 br?na ??rpja irdeni t?bveid?gie koplapo?i. ?ie tum?ie p?rkl?ji
 viet?m spilgti izdal?s uz smil?akme?a sorediozo ??rpju gai??
 pamata. Jau pirmos izbraukumos smil?akme?a kriptog?mu
 floras p?t??anai ?is augs saist?ja ekskursiju dal?bnieku uzman?bu;
 bija skaidrs, ka m?su priek?? viens no silt?k?s josl?s, galven?
 k?rt? tropos, pla?i izplat?t?s cenogoniac?ju dzimtas p?rst?vjiem.
 Somu iev?rojamais lichenol?gs Wain i o noteica vi?am v?l?k
 aizs?t?tos auga paraugus par Cystocoleus ebeneus (Dillwyn)
 Thwaites. Bet t? k? pie Cystocoleus, ko l?dz pat p?d?jam
 laikam uzskat?ja par identisku ar Racodium ?inti, gonidijai
 vajadz?ja b?t k?dai kladoforai, m?su ??rpis turpretim, ac?mredzot,
 satur?ja k?du trentep?liju, augu aizs?t?ja v?l austrie?u ??rpju
 speci?listam Zahlbruckner'am; p?d?jais to atzina par
 Coenogonium germanicum Gl?ck. V?l?k Zahlbruckner' s
 noskaidrojis tom?r, ka, pamatojoties uz priorit?tes likumu, sugas
 nosaukumam j?b?t C. nigrum (Hudson). leinteres?ti no ?? ??rpja
 biolo?ijas un citiem jaut?jumiem, autori velt?ja pla??ku darbu
 ar? vi?a gonidijas izol??anai un izp?t??anai t?rkult?r?. ?o p?t?jumu
 galvenie rezult?ti b?tu sekosi.
 At??e?ot C. nigrum kop? ar liel?ku substr?ta resp. smil?-
 akme?a gabalu no ie?a, to izdodas piem?rotos apst?k?os uztur?t
 ilg?ku laiku (p?ri par pusgadu) dz?vu un aug?anas sp?j?gu ar?
 sl?gt?s telp?s, piem. laboratorij? zem stikla zvana. 1. tabulas
 1. z?m. r?da kr?sain? att?l? da?u auga koplapo?a dab?g? lielum?;
 ?ie koplapo?i sast?v no neskait?mu pavedienu re??ijuma. 2. z?m.
 redzams atsevi??s pavediens pie stipr?ka pavairojuma un 3. z?m.
 k?da pavediena pustre?a m?ne?a laik? kult?ras apst?k?os jaun-
 izaugu?? galotnes da?a. ?os audz??anas m??in?jumus izdar?ja,
 lai ar? ziem? b?tu darbam nepiecie?amais dz?vmateri?ls ik br?di
 pie rokas. L?dztekus ar kult?r?m uz dab?ga substr?ta autori
 m??in?ja ??rpi audz?t destill?t? un vada ?den?, Benecke's
 ???din?jum? un uz Benecke's ag?ra. ??idruma gad?jum?
 ??rpja koplapo?a gabali?us kultiv?ja gan peldo?i uz ??idruma,
 gan nogremd?tus. Destil?t? ?den? var?ja nov?rot vien?gi s?nes
hifu izaug?anu, pie tam stipri atspurus, sevi??i ??rpja pavedienu
 galos, k? tas redzams 1. tabulas 4. z?m?jum?; te liekas, itk?
 hifi mekl?tu vi?iem dot? vid? p?c k?diem bar?bas s?jiem. Tom?r
 ar? hifu aug?ana destill?t? ?den? izbeidzas sam?r? dr?z. Kult?r?s
 ar vada ?deni, sevi??i nogremd?tos ??rpja sacerojumos, gonidijas
 da??s ned?j?s izauga t?lu ?r? no hifu segas (1. teksta z?m.). un
 vair?k vai maz?k sazaroja. T? radu??s jaun?s gonidijas vasas
 bija tom?r diezgan trauslu maigu strukt?ru un pab?liem chr?-
 matoforiem. Haimatochr?mu var?ja nov?rot tikai nedaudzu mazu
 graudi?u un pilienu veid? ??nas vidusdaj?. L?dz?ga gonidijas
 izaug?ana redzama ar? Benecke's ???din?jum?, bet te vasas
 sp?c?g?kas un ??nu chr?matofori spilgti za?i. Interesantus nov?-
 rojumus izdev?s izdar?t kult?r?s uz ag?ra. Nelielus, r?p?gi no
 citiem organismiem un piemais?jumiem at??irtus, t?rus ??rpja
 koplapo?a gabali?us ar steriliz?tu adatu vai pinceti p?rnesa uz
 ag?ra un ar pamatu viegli iegremd?ja gel?. S?kum? k?du laiku
 auga vienm?r?gi viss ??rpis, bet tad dr?z vien alga izlauz?s
 pavedienu galotn? vai s?nos no hifu mizas un aizsteidz?s t?lu
 priek?? hifu pieaugumam; m?su tabulas 5. z?m. r?da to kr?sain?
 att?l?. V?l?k ?aujot ag?ram l?ni iekalst un pieaugot
 gaisa sausumam kult?ras trauk?, sul?gi za?aj?s gonidijas ??n?s
 stipri pie?emas haimatochr?ma daudzums un t?s top oran?i
 dzeltenbr?nas (1. tab., 6. z?m.). ?ie nov?rojumi r?da, ka haima-
 tochr?ma ra?an?s ??n?s ne tik daudz atkar?jas no apgaismojuma
 spilgtuma, k? vides resp. gaisa sausuma. V?l t?l?k? stadij?
 algas pavedienu ??nmembrana uzbiezin?s, kutikul?r? k?rta uzpl?st
 un atvevi??ie elementi s?k norais?ties apa?u vai iegarenu snaud-
 ??nu jeb akinetu veid?. ?? m?su gonidijas miera jeb iztur?bas
 stadijas ?oti l?dz?gas parast?s gaisa algas Trentepohlia umbrina
 vien??nu vai nedaudz??nu akinetiem, tikai apm?ram uz pusi
 maz?kas, k? tie: ,
 Apskat?t?s kult?ras noder?ja t?l?k par izejas materi?lu goni-
 di?l?s algas t?rkult?r?m. P?d?jo ieg??anai izmekl?ja zem mik-
 roskopa sp?c?gi izaugu?as t?ras gonidijas da?as, ar grie?amo
 adatu t?s atdal?ja, vair?kk?rt mazg?ja p?rnesot steriliz?ta v?ja
 Benecke's ???din?jum? pilienos un no turienes t?l?k gan uz
 ag?ra, gan 1 cm
 2 liel?m bar?bas ???din?jumiem pies?tin?t?m
 steriliz?ta egles, b?rza un lazdas koka pl?ksn?t?m. Uz visiem
 ?iem substr?tiem m?su alga auga un att?st?j?s ?oti labi, izaugot
 m??in?juma beig?s, apm?ram p?c 7?B m?ne?iem, par 0,5?1 cm
 2
 Meliem un 2?3 mm augstiem za?iem vai dzelt?nza?iem sacero-
 jumiem ; neliela da?a no t?da sacerojuma redzama 1. tab. 9. att?l?,
 kurpretim 10. ?tt?ls r?da ar Heidenh a i n' a dzelzs haima-
 toksilinu kr?sotus fiks?tus pavedienus, lai demonstr?tu ??nu vien-
 kodolain?bu. -.; .
 47
Kaut gan alga auga sp?c?gi, reprodukcijas org?ni tai neat-
 t?st?j?s. Tikai kultiv?jot bar?bas ???din?jum? ar pastiprin?tu
 monokalijfosf?ta devu uz pavedieniem, k? s?nizaugumi, s?ka
 veidoties apa?as klejo?u tvertnes (tab. 11. z?m.). Vien? gad?jum?
 izdev?s nov?rot ar? k?das atv?ru??s tvertnes tuvum? divskrop-
 stainus klejo?us. P?c vis?m paz?m?m sprie?ot, ??s tvertnes ir
 gametangiji un vi?u produkti, t? tad, dzimum??nas.
 ??rpja C. nigrum (= germanicum) pirmais noskaidrot?js un
 p?t?t?js Gl?cks vi?a gonidiju uzskat?ja par jaunu Trentepohlia-
 sugu un nosauca to par Tr. germanica. Gl?cks dom?j?s to
 vietumis atradis ar? br?vi augam min?t? ??rpja tuvum?. Autori,
 analiz?jot p?c Gl?ck'a datiem br?vo Tr. germanica, k? ar? sa-
 l?dzinot ar vi?u t?rkultur? ieg?t?s gonidijas un paz?stamo Europas
 Trentepohlia - sugu iez?mes (sk. te ar? 2. un 3. teksta z?m.), n?k
 pie sl?dziena, ka no ??rpja izol?t? gonidija st?v vistuv?k
 Umbrina-grupas trentepolij?m no vienas, G1 ? c ka aprakst?tai
 br?vai Tr. germanica no otras puses; identific?t ar p?d?jo, pirms
 t? nav no jauna un r?p?g?k izp?t?ta, vai visp?r ar k?du no zi-
 n?m?m Europas trentepolij?m, gonidiju tom?r nav iesp?jams:
 starp?bas iez?m?s autoriem ??iet te p?r?k lielas. ?emot v?l
 v?r?, ka cenogoni?cejas visum? ir silt?ko joslu augi, nav izsl?gta
 varb?t?ba, ka C. nigrum gonidija ir k?da eksotiska, varb?t
 paleotr?pa trentep?lija, kas t? tad pie mums visp?r nav br?v?
 veid? ?rpus ??rpja ?erme?a sastopama. T?d? k?rt? rodas jau-
 t?jums ar? par pa?a ??rpja izplat?bas v?sturiski - ?eogr?fisko
 momentu. T? k? C. nigrum vairojas acimredzot tikai ve?etat?vi
 pavedienu da??m, tad izplat??an?s uz liel?kiem att?lumiem te
 stipri apgr?tin?ta. Lai izskaidrotu vi?a zieme?u robe?as atse-
 vi??o, sam?r? t?lu viens no otra st?vo?o, augte?u izcel?anos
 autoriem visticam?k liekas, ka ??s disjunkt?s augtenes ir relikti
 punkti no k?dreiz?ja pla??ka un viengabalain?ka are?la atlantisk?
 laikmet?, vietas, kur ??rpis uzglab?jies pateicoties labv?l?giem
 mikroklimatiskiem apst?k?iem. Ar? tam apst?klim, ka abas
 Europas cenogoni?cejas ? Coenogonium nigrum un Racodium
 rupestre ? ir tum??, gandr?z meln? kr?s? (tum?u hifu miza), te
 piekr?t varb?t diezgan iev?rojama loma, jo ?ie tum?ie lapo?i
 stipr?k absorb? siltuma starus.
 48

?ber Trentepohlia annulata Brand.
 H. Skuja.
 Unter den bekannten heimischen Trentepohlia-Arten Euro-
 pas nimmt die von Brand, 1902, aus Oberbayern beschriebene
 Tr. annulata sowohl hinsichtlich gewisser morphologischer Eigen-
 t?mlichkeiten, wie ihres Vorkommens und ihrer Verbreitung
 wegen eine Sonderstellung ein. Bekanntlich hat Brand bei,
 ihr eine besondere Form von Schw?rmerbeh?itern, die er Trich-
 tersporangien nannte, festgestellt. Diese sollen nebst den sitzen-
 den Gametangien bzw. Kugelsporangien ? die ebenso ge-
 schlechtliche Schw?rmer produzierenden flaschenf?rmigen Bil-
 dungen einschliessend ? und nebst den Zoosporen bildenden
 Stiel- bzw. Hackensporangien ihrer Entstehung nach einen
 dritten Haupttypus von Beh?ltern in der Gattung Trentepohlia
 bilden. Die meisten sp?teren Forscher halten aber das Trich-
 tersporangium, wohl mit Recht, nur f?r eine Abart des Stiel-
 sporangiums. Wir kommen jedoch zu dieser Frage noch weiter
 unten zur?ck. Seit dem Entdecken ist die Alge ausserhalb
 Bayern von Gutwinski (1909) noch an einer Stelle in der
 Tatra (Zakopane) und von Dvorak, Prat (1914) und
 Fischer (f922) als ziemlich verbreitet auch in dem b?hmisch-
 m?hrischen H?hengebiete, sowie den Sudeten gefunden worden.
 Allerdings hat Gutwinski die Alge unter einem neuen Na-
 men ? Tr. malleiformis ? angef?hrt; dass es sich jedoch um
 die Bran d'sche Tr. annulata handelt, geht sicher aus seiner
 Beschreibung und Abbildung (1. c. p. 433, tab. 7, fig. 4a-f) der
 Form hervor. In dem genannten mitteleurop?ischen Verbrei-
 tungsgebiete .soll die Alge meist in einer H?he von 450?750 m
 ?. d. M. vorkommen und d?rfte als ausgesprochene Bergbewoh-
 nerin diese H?henzone nur selten verlassen. In Bayern, wie an
 den erw?hnten Fundorten in Czechoslovakien und Polen ist
 Tr. annulata bisher auf anderen B?umen als Picea noch nicht
 beobachtet; dabei w?chst sie sowohl auf horizontalen Schnitt-
 fl?chen, wie St?mmen und aus der Erde herausragenden Wur-
 zeln der Fichte.
 Vor etwa drei Jahren in einer Mitteilung ?ber die Algen
 der Naturschonst?tte Moricsala in Lettland notierte ich das Auf-
 finden von Tr. annulata in gr?sserer Menge auch auf diesem
 Inselchen des Usma- Sees. Bereits zum ersten Male hatte ich
 aber diese Trentepohlia im Gebiet schon fr?her gefunden und
 Acta Horti Bot. Univers. Latv. VIII.
 4
dies in meinen ?Vorarbeiten" 111, 1927, vermerkt. Dabei be-
 absichtigte ich auch einen speziellen Aufsatz hier?ber zu ver-
 ?ffentlichen. Doch erst jetzt benutze ich die Gelegenheit, um
 hier, im Anschluss an die kurze Besprechung der lettlandischen
 Trentepohlia- Arten beim Vergleich dieser mit der Gonidie von
 Coenogonium nigrum, auch meine Beobachtungen ?ber jene ziem-
 lich seltene und verh?ltnismassig wenig bekannte Form zu geben.
 Der erste heimische Fundort unserer Alge liegt in der Provinz
 Zemgale, im Fichtenmischwalde von B?rze-S?pele bei Slampe,
 wo ich sie am 13. April 1927 auf der geneigten, von der Borke
 entbl?ssten kahlen Wurzeloberff?che eines leicht vermoderten
 Fichtenstockes fand; sie kam hier sp?rlich zwischen den Lager-
 schuppen und Podetien k?rglich wachsender Cladonien, an
 m?ssig beschatteter ziemlich feuchter Stelle vor. Der zweite lett-
 landische Fundort auf dem obenerw?hnten Inselchen im Usma-
 See aus der Provinz Kurzeme ist an Erlenbruch- und Fichten-
 mischwalde, sowie teils auch am Laubwalde gebunden, wo die
 Alge h?ufig auf liegenden, jedoch noch wenig vermoderten
 Baumzweigen, St?cken und Holz von Picea, Pinus, Betula und
 Quercus, an nassen oder feuchten m?ssig beschatteten Stellen,
 die nur bei Hochsonne eine kurze Zeit auch direkt bescheint
 werden k?nnen, zu finden ist. Meist kommt Tr. annulata in
 reinen Best?nden, seltener vergesellschaftet mit anderen mesath-
 mophytischen Formen, wie Mesotaenium macrococc?m, Sticho-
 coccus bacillaris, Coccomyxa dispar und Gloeocystis rupe-
 stris vor.
 Die erw?hnten lettlandischen Fundorte von Tr. annulata
 liegen nur etwa 10?25 m ?. d. M.
 Die Pflanze w?chst rasenf?rmig in sammetartigen niedrigen,
 0,5?1, selten bis 1,5 mm hohen gelbgr?nen oder br?unlichen
 ?berz?gen; an stark nassen Stellen ist die Farbe mehr gr?nlich.
 Aus einem kriechenden verzweigten, teils zu pseudoparencbyma-
 tischen Gebilden zusammengeschlossenen Basalteile erheben
 sich, meist nur am Grunde sp?rlich verzweigte, verbogen
 aufstrebende, oben gew?hnlich einfache, gleichm?ssig starke
 9,5?19 11 dicke aufrechte Zweige; ihre Gliederzellen sind zy-
 lindrisch bis leicht tonnenf?rmig bzw. an den Querw?nden
 schwach eingeschn?rt, ll^? 3 mal so lang als breit; diese des
 Basalteils sind mitunter mehr angeschwollen, bis 25, ja sogar
 33 \i breit. Die Spitzenzelle ist von den ?brigen kaum ver-
 schieden, bis 5 Quermesser lang, am Ende abgerundet. Das
 Wachstum erfolgt haupts?chlich durch diese, doch kommen
 h?ufig auch interkalare Zellteilungen vor (Abb. 1, Fig. 2s). Die
 Zellmembran ist hyalin, scheinbar homogen, bis 2 [i dick;
 nur an den Querw?nden und den Insertionsstellen der ?ste l?sst
 51
4*
 Abb. 1. Fig. 1?13 Trentepohlia annulata. 1 Sprossst?ck mit Trichtersporan-
 gien (Zoosporangien), einem Gametangium (g) und Pektinh?tchen (k); 2 junges
 Zoosporangium, bei s interkalare Zellteilung; 3 reifes nicht abgefallenes
 Zoosporangium, bei dem nach Benetzen mit Wasser die gequollene Pektinmasse
 (p) aus dem Entleerungskanal hervortritt; 4 kugelig ausgebildetes halbge?ff-
 netes Zoosporangium; 5 Keimung eines ?berreifen abgefallenen Beh?lters;
 6?7 abgefallene reife Zoosporangien; 8 entleertes Zoosporangium; 9 die
 tetrakonten Zoosporen; 10 aus den Zoosporen hervorgegangene junge Keim-
 pfl?nzchen; 11 erste Zellteilung eines Keimpfl?nzchens; 12 Pektinh?tchen und
 ihre Verschiebung; 13 Anlage des Zoosporangiums. Vergr?sserung bei 1=Xl48,
 2? 13=X534.
es sich eine schuppige Struktur nachweisen. Behandelt man
 aber die Alge nach Fischer mit 50% Kalilauge und f?rbt
 man sie mit einer w?sserigen L?sung von Kongorot, so erkennt
 man deutlich die schon von Brand f?r einige Trentepohlia-
 Arten angegebene rissig lamellierte Aussenschicht und die ho-
 mogene bis parallel geschichtete Innenschicht der Membran.
 Hier sei es auch auf die sog. Gell?loseh?tchen (Karsten, Brand)
 kurz eingegangen, die zuerst Caspary an einer Form von
 Tr. aurea beobachtete und als Gelinspitzchen beschrieb. Wie
 Fischer das nachgewiesen hat, bestehen diese Gebilde
 eigentlich aber aus Pektinstoffen. Es sind das kappenf?rmige
 farblose, geschichtete bis mehr homogene Membranderivate, die
 bei Tr. annulata h?ufig der Fadenspitze oder irgendwo seitlich
 an den Gliederzellen aufsitzend zu sehen sind. Der Entstehung
 nach handelt es sich nun aber um heterogene Bildungen. Die
 Mehrzahl davon entsteht, wie Brand es festgestellt hat, aus
 den ringf?rmigen Membranverdickungen der Subsporangialzelle
 nach Abwerfung des Beh?lters, seltener auch von einzelnen ver-
 k?mmerten, dann abgestorbenen und verschleimten Subsporan-
 gial- und Spitzenzellen selbst. Fischer beschreibt f?r Tr. odo-
 rata (Lyngb.) Wittr. noch eine dritte Entstehungsweise solcher
 Gebilde, n?mlich durch Sprengung, nach Eintreten von g?nstigen
 Wachstumsbedingungen, der bei trockener Witterung gebildeten
 derben Membran und Ausstrecken der Zelle, wobei an ihrer
 Spitze Reste der, fr?heren dicken Membran zur?ckbleiben k?n-
 nen. Bei Tr. annulata habe ich nun ?fters die erst- und letzt-
 genannte Entstehungsweise der Pektinh?tchen gesehen, ebenso
 die allm?hliche Verschiebung der H?tchen beim Weiterwachsen
 der neugebildeten Spit/enzelle, so dass sie sp?ter hie und da
 den F?den seitlich aufsitzend zu finden sind (Abb. 1, Fig. 1 u. 12k).
 Die f?r viele Trentepohlien charakteristische T?pfe 1 u n g
 der Querw?nde scheint bei Tr. annulata nur selten zum Vor-
 schein zu kommen. An den lettlandischen Pflanzchen habe ich
 diese niemals deutlich gesehen; es stimmen also meine Beob-
 achtungen in dieser Hinsicht mit der Angabe Brand's (1902,
 S. 222): ?An den Querw?nden (den Basalseptum der Subspor-
 angialzelle ausgenommen) ist in der Regel keine T?pfelung
 nachzuweisen" ?berein. Doch fand Fischer einseitig ausge-
 pr?gte T?pfel auch bei Tr. annulata. Offenbar f?hren die Quer-
 w?nde auch hier diese Gebilde, doch lassen sie sich nur dann
 bemerken, wenn die Membran bzw. auch die Querw?nde unter
 Umst?nden derber ausgebildet, dicker sind. ?ber die Natur
 und Entstehung der T?pfel bei den Trentepohliaceen ?berhaupt
 gehen die Meinungen verschiedener Verfasser wohl ausseinander.
 Es scheint indessen, dass eventuelle Plasmodesmenverbindung
 53
hier gew?hnlich fehlt, die benachbarten Zellen durch d?nne
 Schliesshaut in den T?pfeln voneinander getrennt sind. Ob die
 Schliesshaut der prim?ren Scheidewand einer simultanen Zelltei-
 lung entspreche, m?ge dahingestellt. Fischer (1. c. p. 4?5)
 meint, dass die T?pfel der Trentepohlien ?berhaupt nicht als
 echte diesartige Bildungen aufgefasst werden k?nnen, da sie
 nach ihm vermutlich durch nachtr?gliches einseitiges Wachstum
 der interkalaren Zellen entstehen. Unsere Beobachtungen an
 auskeimenden Ruhezellen von Tr. umbrina (s. Sku j a u. Ore,
 p. 37, Textabb. 3, Fig. 2?4), sowie an interkalarer Zellteilung
 bei Tr. annulata sprechen dagegen daf?r, dass die Querwand-
 bildung hier sukzedan angelegt wird und die T?pfel durch ein
 nicht vollst?ndiges Zusammenschliessen des zentripetal anwach-
 senden Septums entstehen.
 Die Chromatophoren von Tr. annulata sind zahlreich,
 bis f?nfzig, ja sogar hundert in jeder Zelle. Meist sind sie
 scheibig oder mehr l?nglich, 2?4 \i im Durchmesser, stellen-
 weise in rosenkranzartig eingeschn?rten, mehr oder weniger
 schief verlaufenden B?ndern zusammenh?ngend, in j?ngeren
 Zellen mitunter peripher dicht zusammengeschlossen in ?lteren
 mehr voneinander ger?ckt. Pyrenoide fehlen stets. Das H?ma-
 tochrom sp?rlicher als bei irgendeiner anderen einheimischen
 Trentepohlia-Art vorhanden, darum die Pflanze gew?hnlich auch
 mehr von gelblichgr?ner bis br?unlicher Farbe. Rotbraune Lager,
 wie Fischer es anf?hrt, habe ich dagegen nicht gesehen.
 Der ?lgel?ste Farbstoff befindet sich in Form von br?unlich-
 orangen K?rnern und Tr?pfen, bei j?ngeren Zellen mehr am
 apikalen Ende oder in der Mitte, bei ?lteren Zellen mehr basal
 zusammengeballt; in den sich lebhaft teilenden Spitzenzellen ist
 das H?matochrom, da es teils als Reservestoff mobilisiert und
 ausgenutzt wird, diffus im ganzen Protoplast verteilt, oder doch
 nie in so grobk?rnigen Anballungen vorhanden.? Die vegetativen
 Zellen von Tr. annulata sind einkernig.
 Als Reproduktionsorgane treten Zoosporangien und
 Gametangien auf. Der erste Beh?ltertypus, der hier als eine
 Abart von Stielsporangien ausgebildet ist und von dem Entdecker
 als Trichtersporangien benannt wurde, entsteht einzeln und ter-
 minal an den aufrechten Zweigen (Abb. 1, Fig. 1). Seine Aus-
 bildung hat Brand nachtr?glich (1910) n?her verfolgt und
 beschrieben. Die Anlage des Zoosporangiums an einer Endzelle
 wird eingeleitet durch flache Einschn?rung nahe der Spitze
 (Abb. 1, Fig. 13); es folgt darauf die Bildung an der Innenseite
 der Membran einer ringf?rmigen Verdickung, die nach Brand
 bald durch die neue Scheidewand durchschnitten wird, so dass
 dann zwei ?bereinander liegende Ringe vorhanden sind. Es
 54
scheint mir indessen, dass neue Untersuchungen hier?ber noch
 gew?nscht w?ren. Meine Beobachtungen sprechen daf?r, dass
 die erste ephemere d?nne Scheidewand unter dem anf?nglichen
 Ringe angelegt wird, das eigentliche Sporangium aber gegen die
 Subsporangialze?e noch mittels einer besonderen Membran ab-
 getrennt wird. In der so gebildeten niedrigen Zelle bleiben die
 zwei Membranringe, von denen der oberste haupts?chlich als
 Neubildung nachtr?glich entsteht und durch seinen Zuwuchs den
 Kreisriss der ?usseren Membranschicht unter dem Sporangium,
 sowie das Emporheben des letzteren bedingt. Wenn das Spo-
 rangium reif ist, so geschieht durch eine Quellvorrichtung zwischen
 den beiden Ringen das Losl?sen des Beh?lters von der Subspo-
 rangialze?e, wobei der obere Ring an dem Beh?lter, der untere
 auf der Tragzelle festgewachsen bleibt. Diese Einrichtung erinnert
 so ziemlich an die ?doppelt get?pfelten" Sporangien Kars ten's,
 so dass eine Ableitung des Trichtersporangiums von dem letz-
 teren Beh?ltertypus mehreres f?r sich hat. Die jungen Zoospo-
 rangien sind eif?rmig oder oval und orthotrop, sp?ter w?chst
 jedoch an einer Stelle, gew?hnlich am Grunde des Sporangiums,
 seitlich eine Ausst?lpung, die es in entgegengesetzte Richtung biegt
 (Abb. 1, Fig. 2). Die Ausst?lpung wird gr?sser und das Sporan-
 gium nimmt meist eine querelliptische Lage ein ; die Ansatzstelle
 der Subsporangialze?e befindet sich nun auf der Breitseite der
 Ellipse, entweder in der Mitte, oder mehr dem Hinten zu ge-
 n?hert. Ausgebildete Zoosporangien (Abb. 1, Fig. 3, 4, 6, 7) sind
 meist an den Enden etwas vorgezogen, das Hinterende dabei
 gew?hnlich noch mehr oder weniger stark zur?ckgeschlagen;
 seltener sind sie eif?rmig oder kugelig, 30?58 u. X 17?38 \x
 gross. In der querellliptischen Form sind die gestielten Zoospo-
 rangien einem Hammer nicht un?hnlich, was auch Gutwinski
 veranlasste f?r unsere Trentepohlia den Artnamen ?malleiformis"
 zu w?hlen. Die Wand des Sporangiums ist m?ssig dick, sie
 besteht aus einer d?nneren Kutikular- und einer dickeren Innen-
 schicht, die am vorderen Pol nach innen meist noch eine scharf
 begrenzte lokale Verdickung aufweist. An dem Hintenpol des
 Sporangiums ist die Membran von Anfang an besonders dick
 und geschichtet; dies wird dadurch bedingt, dass die subkutiku-
 lare Pektinschicht hier bald an M?chtigkeit stark zunimmt
 (Abb. 1, Fig. 2 u. 6); es bildet sich hier eine grosse hyaline
 lichtbrechende Papille ? die sp?tere Entleerungsstelle des Be-
 h?lters. Der Inhalt des Sporangiums in reifem Zustande ist
 kleink?rnig und in viele rundliche, dicht zusammengedr?ngte
 hellere Plasmaballen ? die in eine Differenzierung befindlichen
 Schw?rmer ? zerfallen. Die meisten Zoosporangien l?sen sich
 vor ihrer Er?ffnung und Entleerung von der Subsporangialze?e
 55
ab. Nach Benetzen der so abgefallenen oder den F?den noch
 aufsitzenden reifen Sporangien mit Regenwasser, Tau etc., kommt
 die Pektinpapille zur Aufquellung, die Kutikularschicht wird an
 der Spitze gel?st und die gequollene Pektinmasse st?lpt sich als
 rundlicher Pfropf heraus (Abb. 1, Fig. 3,4 u. 7). Damit ist aber
 der Beh?lter durchaus noch nicht ge?ffnet, da er noch durch die
 innere Sporangiumwand geschlossen wird. Bald wird nun auch
 diese an Stelle des so gebildeten kegeligen Ausschl?pfkanales
 gel?st und die Schw?rmer treten nacheinander durch diesen
 heraus. Je nach der Gr?sse des Beh?lters werden 32?64
 Schw?rmer produziert. Beim Ausschl?pfen sind sie l?nglich und
 leicht abgeplattet bis zylindrisch, eigentlich jedoch basal etwas
 verbreitert, an den Enden abgerundet, ca. 13 jjl lang und 2,5 \i
 breit, mit vier in zwei Paaren gesonderten Cilien, die etwa 15. ja
 lang sind. Ihr Protoplast enth?lt einige kleine scheibige Chro-
 matophore, die von winzigen Tr?pfchen des H?matochroms meist
 ?berdeckt sind. Bald runden sie sich dann ab und werden ku-
 gelig, etwa Bu. gross (Abb. 1, Fig. 9). Sie schwimmen eine
 kurze Zeit noch herum und kommen dann zu Ruhe. Nie habe
 ich eine Kopulation der Schw?rmer gesehen, auch beim Zusam-
 mentreffen solcher von verschiedenen Pflanzen; es handelt sich
 also hier sicher um tetrakonte Zoosporen. Wie Brand es
 nachgewiesen hat. k?nnen die Zoosporen bei Tr. annulata mit-
 unter schon in den Trichtersporangien mit einer Membran sich
 umgeben und so gewissermassen zu Aplanosporen sich umwandeln.
 Allerdings hat B r a n d das Ausschw?rmen derZoosporen ?berhaupt
 sicher nicht gesehen, ebenso die Zoosporen selbst. Die zu Ruhe
 gekommenen Schw?rmer umgeben sich mit Membran und
 wachsen zu kleinen ovalen Zellen aus, die mehrere Chromatophor-
 scheibchen und mehr dem einen Ende zu angeh?ufte Ballen von
 H?matochrom enthalten (Abb. 1, Fig. 10). Bei der ersten Teilung
 dieser Keimpflanzchen wird gew?hnlich eine rhizoidartige Zelle
 abgesondert (Fig. 11), die aber in der Weiterentwicklung von
 Tr. annulata als solche nur eine vor?bergehende Rolle spielt,
 da sie verk?mmert bleibt und der auswachsende Spross sekund?r
 mittels in das Substrat eindringende Verzweigungen des krie-
 chenden Basalteils sich befestigt.
 Das Schw?rmen der abgefallenen oder noch aufsitzenden
 Sporangien bei Tr. annulata ist jedoch keine Regel. Von der
 oben erw?hnten Aplanosporenbildung, die mehr gelegentlich vor-
 kommt, abgesehen, ist es eine gew?hnliche Erscheinung, dass
 die Beh?lter als Ganzes zu Aplanosporangien oder akinetenartigen
 Bildungen werden und keimen, indem sie aus dem Entleerungs-
 kanal einen Keimfaden treiben (Abb. 1, Fig. 5); meinen Beobach-
 tungen zufolge soll bei ung?nstigen ?usseren Umst?nden, die zu
 56
?berreifung der Zoosporangien f?hren, dies sogar die Hauptver-
 mehrungsweise unserer Alge vorstellen. Die Trichtersporangien
 sind, je nach dem Alter der Sprosse, vom Fr?hjahr bis zum
 Sp?therbst, also die ganze Vegetationszeit hindurch anzutreffen.
 Ausser den Zoosporangien kommen bei Tr. annulata noch
 Gametangien, obschon viel seltener, vor. Sie sind erst von
 Fischer beschrieben und abgebildet. Es gelang mir nur nach
 l?ngerem Suchen, beim Durchsehen gr?sseren Materiales von
 Moricsala am Basalteil eines trichtersporangientragenden Sprosses
 ein leeres Gametangium anzutreffen; dies war mehr vom Flachen-
 typus, etwa 45 ?x lang und 30 \i breit (Abb. 1, Fig. 1 g). Nach
 Fischer ist die gew?hnliche Form der Gametangien aber ku-
 gelig bis elliptisch, bei einer L?nge von 29?52 ja und einer
 Breite von 16?30 [x.
 S?lten wir nun noch kurz auf die Verbreitung von Tr. annulata
 zur?ckkommen, so ist es zu erwarten, dass diese bemerkensr
 werte Alge auch an anderen Stellen mit geeigneten ?kologisch-
 edaphisehen Bedingungen in Lettland gefunden wird. Und nicht
 nur in Lettland, sondern auch im ?brigen gem?ssigten Nord-
 europa ist sie wahrscheinlich hie und da zu Hause. Dass sie
 dennoch bisjetzt nur selten bemerkt worden ist, erkl?rt sich
 wohl durch die grosse Aehnlichkeit der Tr. annulata-Ueberz?ge
 mit Protonemata der Moose.
 Literaturverzeichnis.
 Brand, F., Zur n?heren Kenntnis der Algengattung Trentepohlia Mart.
 Beih. Bot. Centralbl. Bd. 12. Jena, 1902.
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 Lieber Stiel- und Trichtersporangien der Algengattung Trentepohlia.
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 Bot. Zeitschr. Bd. 71. Wien, 1922.
 Gutwinski, R., Flora algarum montium Tatrensium. Bull. Int. Acad.
 Sc. T. 3. Cracovie, 1909.
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 wasserfl. H. 6. Jena, 1914.
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 Bd. 63. Wien, 1914.
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 ihre Gonidie. Acta Horti Bot. Univ. Latv. S. 8. Riga, 1934.
 57
Par Trentepohlia annulata Brand.
 H. Skuja.
 Starp paz?stamaj?m Europas Trentepohlia sug?m ?patn?ju
 st?vokli k? da?u morfolo?isko iez?mju, t? izplat?bas zi?? ie?em
 B r a n d' a 1902. g. aprakst?t? Tr. annulata. K? zin?ms, B r a n d' s
 pie vi?as atkl?jis savdab?gu zoosporangiju veidu, ko vi?? nosauc
 par piltuvsporangijiem; p?c ?? autora uzskata piltuvsporangiji,
 blakus k?tsporangijiem un gametangijiem, iztaisa ?pa?u tre?o
 tvert?u tipu Trentepohlia ?int?. Vairums jaun?ko p?tnieku gan
 dom?, ka piltuvsporangiji ir tikai sevi??a k?tsporangiju izveidne.
 Bez B ran d' a min?t?s Bav?rijas augtenes, Tr. annulata atradis
 v?l Gutwinskis (1909) Tatros un Dvorak's, Pr?t's
 (1914) un Fischer's (1922) sam?r? bag?t?gi Bohemijas-
 Moravijas kaln?jos un Sudetos. Gutwinskis ?o augu gan
 aprakst?jis k? jaunu sugu ? Tr. malleiformis, bet no diagnozes
 un z?m?jumiem redzams, ka t? ir Bran d' a Tr. annulata.
 Pievestaj? Vidus-Europas izplat?bas apgabal? ?is augs apdz?vo
 kalnu joslu 450?750 m augstum?, kur mitin?s uz egles stum-
 briem un sak?u virszemes da??m.
 1927. g. 13. apr?l? es uzg?ju Tr. annulata pirmo reizi ari
 pie mums Latvij?, ta tad stipri t?lu uz zieme?iem un l?dzenum?
 izvirz?tu punktu. ?? atrodne ir B?rzes - S?peles jauktais eg?u-
 lapukoku me?s pie Slampes. Te ?? alga auga uz apm. 5 gadus
 veca egles celma starp kladoniju lapo?u l?veriem. Divus gadus
 v?l?k atradu Tr. annulata jau liel?k? daudzum? ar? Usmas ezera
 Moricsal? uz zem? gulo?iem ietrun?ju?iem egles, priedes, b?rza
 un ozola zariem, sakn?m un veciem celmiem, ar? stumbriem,
 k? alksn?ju mal?s, t? mitr? eg?u un lapukoku me??. Abas ??s
 augtenes atrodas tikai 10?25 m v. j. 1., neskatoties uz to Tr.
 annulata bija kr???? att?st?bas st?vokl? un bag?t?gi fruktific?jo?a.
 Da??dos gados un gadalaikos iev?ktais materi?ls deva iesp?ju
 daudz?j?d? zi?? papildin?t l?dz?in?jos tr?c?gos datus par algas
 morfolo?iju un vairo?anos.
 ?? trentep?lija izveido l?dz 1,5 mm augstus samtainus p?r-
 kl?jus un sacerojumus dzeltenza?? vai br?ngan? kr?s?. No
 lo???jo?as pafliatda?as pace?as taisni vai lokveid?gi uz aug?u
 atejo?as 9,5?19 ?i resnas cilindriskas ortotr?pas vasas. Pamat-
 da?? ??nas bie?i ir vair?k noapa?otas un l?dz 33 jx resnas
 (z?m. 1, att?ls 1). M?reni biez? membr?na liel?ko tiesu gluda;
 vi?as ?r?j? sl??a sa???lums redzams galven? k?rt? tikai ???rs-
 sienu un zaru viet?s. ???rssienu burbi?as parasti nav iev?roja-
 mas, tikai tur kur membr?na biez?ka, t?s diezgan labi nojau?amas.
 ??nas vienkodolainas un daudziem l?cveid?giem chr?matoforiem.
 Haimatochr?ma maz?k k? pie p?r?j?m m?su trentepolij?m.
 Jaun?s ??n?s tas lokaliz?ts, br?noran?u e??ainu pilieni?u un
 58
sfairisku graudi?u veid?, ??nas apik?laj? gal? vai vid?, vec?k?s
 ??n?s baz?laj? gal?; galotnes ??n?s haimatochr?ms liel?ko tiesu
 vienm?r?gi izklied?ts perif?raj? plasm?, jo, k? pa da?ai rezervviela,
 t? dal??anas noris? tiek mobiliz?ta un izmantota. Aug?ana
 notiek galven? k?rt? ar galotnes ??nu, bet diezgan bie?i nov?-
 rojama ar? interkal?ra ??ndal??an?s.
 K? reprodukcijas org?ni pie Tr. annulata att?st?s zoospo-
 rangiji un gametangiji. Zoosporangiji izveidoti te k? k?tspo-
 rangiju sevi??s novirziens, t? d?v?tie piltuvsporangiji. Tie att?st?s
 termin?li uz ortotropaj?m vas?m. Nobriedu?? veid? vi?i ???rs-
 ov?li (z?m. 1, att?li ?, 3, 4, 6, 7), piestiprin?ti uz nes?j??nas
 ov?la plataj? pus?. Nes?j- jeb subsporangi?l? ??na aug?gal?
 vair?k vai maz?k sa?aurin?ta; starp vi?u un sporangiju nodal?s
 zema ??na, kuras apvalks veido divus vienu uz otra st?vo?us
 uzbiezin?juma gredzenus. V?l?k starp abiem ?iem gredzeniem
 notiek sporangija atdal??an?s no nes?j??nas, pie kam aug??jais
 gredzens paliek pie sporangija, apak??jais uz nes?j??nas. Ar
 laiku p?d?jais p?rveidojas un rada uz atjaunot?s galotnes ??nas
 bezkr?sainu sl??otu vai homogenu membr?nas cepur?ti (z?m. 1,
 att. 1 v. 12 k). ?is veidojums pie trentepolij?m var gan da?k?rt
 ari cit?di izcelties un, proti, gan no reduc?ju?amies galotnes un
 subsporangi?l?m ??n?m, gan ari biez?kai membr?nai, kas radu-
 sies algai l?ni augot sausum?, iest?joties mitr? laik? pastiprin?tai
 aug?anai, sa??e?oties; ja nu ??na stiepjas garum?, vi?as galotn?
 vai s?nos var palikt agr?k? biez? apvalka atlieka.
 Nobriedu?o zoosporangiju baz?laj? gal? izveidota liela noa-
 pa?oti koniska membr?nas papile ? v?l?k? klejo?u atbr?vo?an?s
 vieta. T?s iek??j? da?a sast?v no pektinviel?m, kas ?den?
 uzbriest un izspie?as pa galu ?r? (z?m. 1, att. 3, 4, 6, 7). Bet
 zoosporangiju nosl?dz v?l iek??jais apvalks. Beidzot ar? tas
 papil?s viet? rezorb?jas, un klejo?i caur radu?os kan?li pa vienam
 izn?k no tvertnes. Skatoties p?c tvert?u lieluma, t?s satur
 32?64 tetrakontus klejo?us. S?kum? tie ir gareni, bet v?l?k
 noapa?ojas (z?m. 1, att. 9). P?c k?da laika zoosporas beidz
 kust?ties, nomet skropstis un apkl?jas ar membr?nu (att. 10).
 Pirm? ??na ko d?gaugs nodala ir rizoid?la (att. 11), bet v?l?k
 augs piestiprin?s substr?tam sekund?ri ar lo???jo??s vasas da?as
 ataug?m. Bet zoosporangiji pie Tr. annulata ?oti bie?i, sevi??i
 ja tie, past?vot klejo?u atbr?vo?anai nelabv?l?giem apst?k?iem,
 p?rst?vas, funkcion? k? aplanosporangiji vai pat akineti un d?gst
 tie?i, dodot ve?etat?vu pavedienu (z?m. 1, att. 5). Pie Tr. annulata
 zoosporangiji att?st?s visu ve?et?cijas laiku, no agra pavasara
 l?dz v?lam rudenim. Gametangiji turpretim nov?rojami visai
 reti un man izdev?s tikai reiz atrast vienu tuk?u tvertni k?da
 auga pamatda?? (att. 1 g).
 59
Versuche ?ber die fr?htreibende Wirkung
 der Wasserb?der von 35?100? C auf die
 Turionen von Stratiotes aloides L.
 Einleitung.
 Von Auseklis und Benita Ve?is.
 Schon im Herbste 1931 hat einer von uns bei der Ein-
 sammlung der T?rionen von Hydrocharis morsus ranae gleich-
 zeitig auch eine Anzahl T?rionen der ebenda wachsenden
 Stratiotes aloides gesammelt. Ein mit diesen im Winter 1931
 ausgef?hrter Vorversuch (die T?rionen wurden 30 Sekunden lang
 bei 55? C gebadet) ?berraschte durch seine ansgezeichneten
 Resultate. W?hrend die zur Kontrolle gebrachten T?rionen nur
 im Fr?hling sich zu entfalten begannen, waren die gebadeten
 schon nach 2 Wochen fast vollst?ndig ?ausgekeimt". Die Re-
 sultate waren also sehr bald sichtbar und, was auch von grosser
 Bedeutung, recht eindeutig. Anders lagen die Verh?ltnisse bei
 den in fr?heren Versuchen gebrauchten T?rionen von Hydrocharis
 morsus ranae. Hier entfalteten sich in der Zeit der tiefsten Ruhe
 bei sp?rlicher Beleuchtung der tr?ben Tage die behandelten
 T?rionen infolge ihres grossen Lichtbed?rfnisses sehr langsam,
 und ein Teil von ihnen blieb sitzen. Ausserdem werden die
 Hydrocharis-Tmionen, selbst die unbehandelten, stark von Was-
 serpilzen, zum Teil auch von Bakterien befallen, und um die
 T?rionen vor F?ulnis zu sch?tzen, war es n?tig sie oft abzu-
 sp?len, wozu man beim Arbeiten mit umfangreichen Versuchs-
 serien, besonders infolge der langsamen ?Keimung" der T?rionen
 sehr viel Zeit braucht. Mit den T?rionen von Stratiotes war es
 in dieser Hinsicht viel einfacher, denn waren die T?rionen nicht
 besch?digt, so konnten sie monatelang aufbewahrt werden, ohne
 dass man sie zu sp?len brauchte. Selbst bei den T?rionen, die
 beim Baden ein wenig besch?digt wurden, gen?gte eine zwei-
 malige Absp?lung. Alle diese Umst?nde, wie auch der Wunsch
 mit einem Objekte zu arbeiten, der frei von den st?renden spe-
 zifischen Eigent?mlichkeiten der Hydrocharis, ihrer grossen Licht-
 bed?rfnis, und auf solche Weise geeigneter zur Kl?rung allge-
 meiner Fragen w?re, veranlasste uns den T?rionen von Stratiotes
 besondere Aufmerksamkeit zu widmen. Als Wasserpflanzen und
 von den Einfl?ssen des Mutterorganismus isolierte Gebilde be-
 sitzen die T?rionen von Stratiotes im ?brigen dieselben Vorteile,
wie diejenige von Hydrocharis; nur ist es schwieriger sie in
 gr?sseren Mengen einzusammeln.
 Die" Knospen von Stratiotes entstehen in der Achsel einzel-
 ner Laubbl?tter, und zwar sind es meist I?2, selten 3?4, welche
 sich nebeneinander in einer Blattachsel bilden k?nnen. Die
 Bildung der Knospen von Stratiotes aloides wurde im Jahre
 1825 von Nolte zum erstenmal n?her untersucht. Wohl hat
 er die Winterknospen ausf?hrlich beschrieben (S. 4), auch ihre
 grosse Bedeutung f?r die rasche Vermehrung der Pflanze betont,
 jedoch in mancher Hinsicht blieb ihm die wahre Natur der
 Winterknospen von Stratiotes unbekannt So braucht er die Be-
 zeichnung Winterknospen nicht und erw?hnt mit keinem Wort die
 Ruheperiode der Knospen, vielmehr ist aus seinen Beschreibungen
 zu entnehmen, dass alle Knospen schon im Sp?tsommer oder im
 Herbste treiben (S. 5 f.) und nicht die Knospen, sondern die
 aus ihnen entfalteten neuen Pflanzen ?berwintern. Weiter ist er
 der Meinung, dass die Knospen sich stets auf der Mutterpflanze
 entfalten und durch Verl?ngerung ihres Stiels Ausl?ufer bilden
 und, erst nachdem die neuen Individuen Wurzeln hervortreiben,
 sie sich von der Mutterpflanze absondern. Geschlossene Knospen
 k?nnen nach Nolte bisweilen durch zuf?llige Ursachen von der
 Mutterpflanze gewaltsam getrennt werden. Von einer nat?rlichen
 Abtrennung der Knospen erw?hnt er nichts. Irmi s c h (1865,
 S. 86) aber schreibt schon an einer Stelle: ?An einer Pflanze...
 bildeten sich gegen den Herbst in der Achsel zweier Laubbl?tter
 zwei mit einer kurzen Achse versehene kleine Winterknospen,
 die sich sp?ter von der Mutterpflanze losl?sten und zu Boden
 sanken..." Gl?ck aber (1906) bezeichnet noch die Winter-
 knospen von Stratiotes als ?unechte T?rionen die meist noch
 auf der Mutterpflanze zur Auskeimung gelangen" (S, 223).
 Jedoch, wie wir weiter sehen werden, kann man diese Behauptung
 nur auf einen Teil der Knospen von Stratiotes beziehen, keines-
 falls aber auf ihre echten Winterknospen ausdehnen.
 Gewisse Klarheit in dieser Hinsicht finden wir bei
 P. Graebner (1908). Er erw?hnt schon Knospen, die einen
 fr?hzeitig streckenden Stiel (Stengelglied), welcher zwischen den
 Bl?ttern hervorw?chst und zum Ausl?ufer wird, besitzen, und
 schreibt weiter: ?S?mtliche Ausl?ufer l?sen sich leicht am Grunde
 ab, jedenfalls bei einem bestimmten Grade der Entwicklung.
 Die jungen Pflanzen werden dadurch selbst?ndig" (S. 701 f.).
 Weiter spricht Graebner ?ber Vermehrungsknospen oder
 Winterknospen und macht darauf aufmerksam, dass ?soweit die
 auf k?rzeren Stielen in den Blattachseln stehenden Knospen von
 solchen Bl?ttern getragen werden, die sp?ter zerfallen resp.
 zun?chst zur?ckgeschlagen werden, l?sen sie sich im Herbst von
 61
der Mutterpflanze ab und sinken zu Boden, selbstst?ndig ?ber-
 winternd. Sie sind denen, die zwischen den ?berwinternden
 Bl?ttern eingeschlossen bleiben, sehr ?hnlich gestaltet". Weiter
 weist er darauf hin, dass diese Knospen den Winter in verchlos-
 senem Zustande ?berdauern und sogar Anfang April hat er sie
 im Bassin unver?ndert gefunden. Dagegen ?berwintern die jun-
 gen aus den Ausl?ufern entstandenen Pflanzen am Grunde als
 solche im entfalteten Zustande.
 Auch wir haben bei Einsammlung des Knospenmaterials
 beobachtet, dass viele Knospen noch im engen Zusammenhange
 mit der Mutterpflanze schon mit der Entfaltung begonnen hatten.
 Doch waren diese Knospen immer langgestielt. Da wir sie
 selbst im Sp?therbste in den verschiedensten Stadien der Ent-
 faltung beobachtet haben, so haben wir der Eindruck bekommen,
 dass sie kaum eine ausgepr?gte Ruheperiode besitzen. Nur in
 j?ngeren Entwicklungsstadien, w?hrend sie sich noch zwischen
 den Blattscheiden der Mutterpflanze befinden, sind diese Knospen
 geschlossen, sobald aber sie durch Streckung ihrer Stiele zwi-
 schen den Bl?ttern hervortreten, beginnen sie mit der Entfaltung.
 Von der zweiten Gruppe der Knospen, den wahren Winter-
 knospen, unterscheiden sie sich im geschlossenen Zustand durch
 die L?nge des Stieles, auch durch seine Dicke und gr?ne F?r-
 bung. Auch die Knospen selbst waren im Herbste gew?hnlich
 hellgr?n, verh?ltnismassig gross und locker gebaut, mit abge-
 rundetem Basalteile. Sie von dem Stiele abzutrennen war selbst
 im Sp?therbste und in mehr oder weniger entfaltetem Zustande
 schwer. Nur beim Zusammenbiegen zerbrach der Stiel, dabei
 an keiner bestimmten Stelle und fast nie an der Basis der
 Knospe. Von der Anwesenheit einer Trennungsschicht kann hier
 kaum die Rede sein.
 Eine Entfaltung der k?rzstieligen T?rionen, der wahren
 Winterknospen, auf der Mutterpflanze im Herbste haben wir fast
 nie beobachtet, im Fr?hjahr 1934 konnten wir das nur in sehr
 seltenen einzelnen F?llen feststellen. Auch dann war die Ver-
 bindung der T?rionen mit der Mutterpflanze eine sehr lockere.
 ?berhaupt sind die kurzen Stiele dieser Knospen immer d?nner
 als bei den schon erw?hnten Knospen der Ausl?ufer und voll-
 st?ndig farblos ? weiss. Schon verh?ltnismassig fr?h wird an
 der Basis des Turio, da wo er mit dem Stiele grenzt, eine
 Trennungsschicht ausgebildet, wodurch die T?rionen ziemlich
 leicht von der Mutterpflanze, dem Stiele, abtrennbar sind.
 Besonders leicht sondern sich die T?rionen im Sp?therbste von
 der Mutterpflanze ab. Gerade infolge dieser ihrer Eigenschaft
 war ihre Einsammlung in dieser Jahreszeit m?hevoll, denn auf
 den aus dem Wasser herausgezogenen Pflanzen waren nur we-
 62
nige Turionen vorhanden und dieselben waren auch oft schon los-
 gel?st, sich nur zwischen den Blattscheiden haltend. Die Mehrzahl
 der T?rionen schwamm frei im Wasser umher. Im Fr?hling des
 Jahres 1934 (den 8. April), als wir die Stratiotes-Teiche besuch-
 ten, fanden wir T?rionen in grosser Menge frei umher schwim-
 mend. Zum Teil waren sie mehr oder weniger ausgekeimt z.
 T. aber noch ungekeimt. Im Zusammenhange mit der Mutter-
 pflanze wurden in dieser Zeit nur ganz wenige T?rionen gefun-
 den. Von den ungef?hr 50 untersuchten Pflanzen besassen solche,
 nur drei und dieselben l?sten sich schon bei einer leichten
 Ber?hrung. Die langgestielten Knospen, die Knospen der Aus-
 l?ufer sassen auch jetzt in verschiedenen Stadien der Entwick-
 lung, resp. Keimung fest an ihren Stielen und wiesen keine
 Trennungsschicht auf. Damit wollen wir keineswegs die Bildung
 der Trennungsschicht bei diesen Knospen ?berhaupt bestreiten,
 sondern nur betonen, dass sie jedenfalls nicht fr?hzeitig statt-
 findet.
 Hier m?ssen wir bemerken, dass auch Gl?ck (1. c.) be-
 z?glich Stratiotes schreibt: ?Diese T?rionen k?nnen, sofern sie
 durch irgendwelche ?ussere Faktoren von der Pflanze isoliert
 werden, sp?ter zu selbstst?ndigen Individuen heranwachsen ..."
 jedoch ebenda weiter, ?In der Regel jedoch findet die Fortent-
 wicklung der T?rionen statt, solange sie noch mit der Mutter-
 pflanze in Verbindung stehen" (1. c, S. 92). Einen gewissen
 Unterschied zwischen den Knospen, scheint es, hat auch er beo-
 bachtet, denn er schreibt: ?W?hrend der Auskeimung bleiben
 dieselben? und es gilt das von den kleinsten Knospen, entweder
 zwischen den Blattscheiden sitzen um bald darauf*) von dem
 ?usserst minuti?sen, 3?lB mm langen und weisslichen Stielchen
 abgestossen zu werden ; oder sie werden- und es gilt das von
 den grossen kr?ftigen Knospen ? aus der Basis der Blattrosette
 herausgeschoben auf einen mehr oder weniger langen Stiel
 Doch wie wir schon erw?hnt haben, haben wir es. hier nicht nur
 mit gr?sseren und kleineren T?rionen zu tun, sondern mit zwei
 verschiedenen Knospenarten **), die auch bei gleicher Gr?sse von
 einander unterscheidbar sind. Die k?rzstieligen T?rionen sind
 viel kompakter als die Knospen der Ausl?ufer und ausserdem
 besitzen sie oft im Herbste, besonders in einem schon reifen
 Zustande, eine dunkle F?rbung, infolge reichlichen Anthocyange-
 haltes in den ?usseren Knospenbl?ttern. Gerade nach diesem
 Merkmale war es leicht die reifen T?rionen von den unreifen zu
 unterscheiden.
 *) Von mir gesperrt.
 **) Auf den Unterschied von langgestielten und k?rzstieligen Knospen hat
 uns auch Prof. E. S p o h r aufmerksam gemacht.
 63
Aus den Beobachtungen, die wir bei der Einsammlung des
 T?rionenmaterials bei Tausenden von Pflanzen gemacht haben,
 haben wir den Eindruck erhalten, dass bei Stratiotes die zwei
 Knospenarten, T?rionen und Knospen von Ausl?ufern, infolge
 ihres verschiedenen Verhaltens bei weiterer Entwicklung, scharf
 voneinander getrennt werden m?ssen. Es muss jedoch hier
 erw?hnt werden, dass man zwischen der Bildungszeit der Aus-
 l?uferknospen und der T?rionen keine scharfe Grenze ziehen
 kann, denn wir haben vielfach bei demselben Individuum wie
 Ausl?uferknospen, so auch T?rionen in verschiedenen Stadien
 der Entwicklung beobachtet. Neben den ganz reifen Winter-
 knospen haben wir ganz junge Ausl?uferknospen gefunden und
 umgekehrt. Selbst in der Achsel ein und desselben Blattes sind
 oft beiderlei Knospen zu finden. Weiter scheint es uns, dass wir
 ein volles Recht haben zu behaupten, dass die k?rzstieligen
 Winterknospen von Stratiotes als echte T?rionen, die nach der
 erlangten Reife sich meistens von der Mutteraxe losl?sen und erst
 nach zur?ckgelegter winterlichen Ruheperiode keimen, betrachtet
 werden m?ssen. Die in der ?lteren Literatur vorhandenen Angaben
 ?ber das in der Regel stattfindende Auskeimen der Winter-
 knospen auf der Mutterpflanze sind augenscheinlich dadurch er-
 kl?rbar, dass man die Ausl?uferknospen von den Winterknospen
 nicht gen?gend unterschied.
 F?r unsere Versuche haben wir nur die k?rzstieligen, von
 der Mutterpflanze leicht isolierbaren Knospen, wahre T?rionen,
 gebraucht.
 ?ber die Ruheperiode der Winterknospen von Stratiotes
 aloides und ihre Aufhebung ist im Jahre 1930 die Arbeit von
 P. Wisniewski erschienen. Wie die der Arbeit beige-
 gebenen photographischen Aufnahmen zeigen, hat auch Wi ?-
 niew s k i f?r seine Versuche echte T?rionen gebraucht. Unter-
 anderem hat er versucht eine Unterbrechung des Ruhezustandes
 der T?rionen durch Baden im warmen Wasser zu erzielen. Einen
 Teil von diesen hat er 10 Stunden lang bei 29?33? gebadet;
 im Dunklen aufgestellt keimten von ihnen, ?hnlich denjenigen
 der Kontrolle, im Laufe eines Monats keine aus (1. c, S. 29).
 Von den 10 Stunden lang bei 34?41? gebadeten T?rionen ent-
 falteten sich in der Dunkelheit in einem Falle alle, im anderen
 70%. Ein anderer Teil von gleichzeitig und ebenso gebadeten
 T?rionen wurde im Lichte gehalten. Da erwies sich nun, dass
 von einem echten Ruhezustand dieser, zu dem Versuche ge-
 brauchten, T?rionen kaum eine Rede sein konnte, denn in sehr
 grosser Zahl keimten auch die
 unbehandelten Kontrollt?rionen
 (1. c. S. 34). So z. B. keimten in einem von diesen Versuchen
 64
nach 2 Wochen von den Kontrollt?rionen 92?/o, von den 10
 Stunden lang bei 29?33? gebadeten 84?/ound von ebenso lang
 bei 35?41? gebadeten rund 100%. In einem anderen ? von
 den Kontrollen 80%, von bei 28?31? gebadeten 90% und eben-
 soviel auch bei 35?41? gebadeten. Der Unterschied zwischen
 den gebadeten und ungebadeten T?rionen, wenn wir auch die
 verh?ltnismassig geringe Zahl der T?rionen in jeder Portion
 (25, 19 und 18 St?ck) in Betracht ziehen, war kein besonders
 ?berzeugender. Nur, wie Wi?ni e w s k i selbst bemerkt, und
 was auch die photographischen Aufnahmen best?tigen, waren die
 gebadeten T?rionen mit der Entfaltung ein wenig weiter fort-
 geschritten als die ungebadeten. Im allgemeinen zeigten aber
 alle Angaben, dass die Ruhe der zum Versuche gebrauchten
 T?rionen schon sich ihrem Ende n?herte.
 Bez?glich der h?heren Badetemperaturen finden wir in der
 erw?hnten Arbeit nur die Bemerkung, dass es versucht wurde
 die T?rionen auch in einem Wasser von 43?47? zu baden,
 dabei ebenso wie bei den schon erw?hnten niedrigeren Tempe-
 raturen 10 Stunden lang, und dass alle T?rionen sich als be-
 sch?digt erwiesen und verfaulten. Die Ursache dieses Misser-
 folges ist W i ? n i e w s k i ?hnlich den fr?heren Autoren, die mit
 dieser Frage sich besch?ftigt hatten (eine n?here ?bersicht bei
 A. Ve? i s 1. c), geneigt in einer zu hohen Badetemperatur zu
 erblicken, es unterlassend ein k?rzeres Bad von dieser Tempe-
 ratur auf eine fr?htreibende Wirkung zu pr?fen.
 Da in der schon erw?hnten Arbeit Wi?ni e w s k i's nur
 wenige Angaben ?ber die Ruheperiode der Stratiotes-Turiomn
 und deren Beeinflussung durch Warmwasserbad vorhanden waren
 und auch diese nur bez?glich der Temperaturen von 30?40?
 und zu der Zeit als die T?rionen sich schon in dem Stadium
 der Nachruhe befanden, so war es notwendig die L?nge der
 Ruhe bei diesen T?rionen zu erkennen; weiter war es zu kl?-
 ren, ob auch die verschieden langen h?her temperierten B?der
 den Ruhezustand der T?rionen aufheben k?nnen, wenn dies der
 Fall, in einem m?glichst weiten Teniperaturintervall zu verfolgen,
 welchen Charakter die gegenseitigen Beziehungen zwischen der
 Badetemperatur und Badedauer tragen.
 Endlich war es zu entscheiden, ob ein Heisswasserbad in
 seiner fr?htreibenden Wirkung durch ein ?hnlich temperiertes
 Luftbad ersetzbar ist.
 Die weiter angef?hrten Versuche mit Stratiotes T?rionen
 haben wir im Herbste 1932 angefangen. Das ganze T?rionen-
 material haben wir in der Umgebung von R?ga, bei Jug 1 a,
 in den Teichen l?ngs der S Seite des Eisenbahndammes ein-
 gesammelt.
 65
Versuche.
 Die Behandlungsweise der Turionen war ganz einfach. Die
 bei einer Temperatur von 30-42,5? zu badenden T?rionen
 wurden in ein Glasgef?ss (eine Jenaer Kristallisationsschale) mit
 entsprechend erw?rmtem Leitungswasser gebracht. Das Gef?ss
 aber wurde auf einen zylindrischen W?rmeapparat gestellt.
 Die Erw?rmung erfolgte von unten mittels einer verstellbaren
 elektrischen Lampe. Die T?rionen wurden, erst nachdem der
 Lampenabstand reguliert war, ins Badegef?ss gebracht. Die
 W?rmeapparate wurden in einem R?ume aufgestellt, wo die
 Temperaturschwankungen nicht gross waren. Da auch f?r die
 Erhaltung des urspr?nglichen Wasserniveaus gesorgt wurde,
 waren die Temperaturschwankungen des Wassers in den Ge-
 f?ssen gering. Bei der Ausf?hrung der Badebehandlungen,
 deren Dauer 24 Stunden nicht ?berstieg, wurde die ganze Zeit
 hindurch darauf geachtet, dass die Temperatur auf dem ge-
 w?nschten Niveau stand? die Lampe wurde nach Bed?rfnis geho-
 ben oder heruntergelassen. Bei solchen Versuchen ?berstiegen die
 Temperaturschwankungen gew?hnlich nicht +o,2? C. Das Wasser
 wurde in den Gef?ssen oft umger?hrt, wenn auch merkliche
 Temperaturdifferenzen in verschiedenen Teilen des Gef?sses nicht
 beobachtet wurden. Bei denjenigen Versuchen, wo die T?rionen
 mehr als 24 Stunden lang gebadet wurden, blieben die Apparate
 im Laufe jeder Nacht B?lo Stunden ohne Beaufsichtung, jedoch
 auch in diesen F?llen ?berstiegen die Temperaturschwankungen
 selten +0,5? C.
 Bei den Temperaturen 45?100? wurden die T?rionen unmit-
 telbar in einem emaillierten Kessel, unter dem sich ein regulier-
 barer Gasbrenner befand, gebadet. W?hrend des Bades wurden
 die T?rionen st?ndig bewegt, ebenso wurde die ganze Zeit
 beachtet, dass die Temperatur konstant blieb. Wenn die Tempe-
 ratur zu sinken begann, wurde sogleich die Flamme des Brenners
 vergr?ssert, wenn aber die Temperatur das gew?hlte Niveau zu
 ?bersteigen begann, wurde die Flamme ein wenig verkleinert
 und etwas kaltes Wasser zugegossen. Gew?hnlich ?berstiegen
 bei diesen B?dern die Temperaturschwankungen nicht +o,l? C.
 Wenn man die verschieden langen verh?ltnismassig niedrig
 temperierten B?der zu untersuchen hatte, wurden in das Bade-
 gef?ss f?r die betreffende Temperatur alle T?rionen auf einmal
 gebracht und dann nach dem Ablauf der gew?hlten Zeitdauer
 m?glichst schnell mit Hilfe einer Pinzette herausgenommen.
 Selbstverst?ndlich kann man auf solche Weise nur bei niedrigeren
 Temperaturen vorgehen, wo dieUnterschiede in der Badedauer der
 einzelnen Portionen verh?ltnismassig gross sind. In den F?llen,
 wo der Zeitunterschied zwischen den benachbarten Badezeiten
 Acta Horti Bot. Univers. L tv. VIII. 5
 66
k?rzer als 5 Minuten war, wurden die T?rionen der einzelnen
 Portionen alle gleichzeitig aus dem Badewasser herausgenommen.
 Kurz vor dem Ablaufe der Badezeit der entsprechenden Portion
 wurde in das Wasser ein kleines mit einem Halter versehenes
 Sieb (Theesiebchen) hineingesenkt, in dieses vermittels einer
 Pinzette die entsprechende T?rionenzahl immer im Wasser selbst
 eingesammelt und in dem erforderlichen Augenblick die ganze
 Portion auf einmal dem Bade entnommen. Bei h?heren Tempera-
 turen mit k?rzeren Badezeiten (wo die einander folgenden Bade-
 zeiten sich nur durch 60?10 Sekunden von einander unterscheiden)
 wurde jede T?rionenportion gesondert gebadet, wobei alle T?rio-
 nen gleichzeitig ins Bad gebracht und auch ebenso herausge-
 nommen wurden. Das erzielte man in der Weise, dass das
 schon erw?hnte kleine Sieb zuerst ins Badewasser hineingesenkt
 und bald darauf alle T?rionen einer Portion hineingebracht
 wurden. Um eine raschere Erw?rmung der T?rionen zu erzielen,
 wurde das Sieb st?ndig bewegt. Nach Ablauf einer entsprechen-
 den Zeitdauer wurden die T?rionen in der schon erw?hnten
 Weise alle zusammen mit dem Sieb aus dem Wasser heraus-
 gehoben und in kaltes Leitungswasser gebracht. In den F?llen,
 wo die Badedauer weniger als 10 Sekunden lang dauerte wurden
 die T?rionen vereinzelt gebadet. Das wurde so ausgef?hrt, dass
 jeder Turio mit den Spitzen einer langen Pinzette leicht gefasst,
 schnell in das Badewasser versenkt und, um eine m?glichst
 rasche Erw?rmung zu erlangen, hin und her bewegt wurde.
 Sobald die gew?hlte Badezeit abgelaufen war, wurde der Turio
 m?glichst schnell herausgenommen und in kaltes Leitungswasser
 gebracht.
 Jede T?rionenportion, d. h. alle gleichlange bei einer ge-
 wissen Temperatur gebadete T?rionen wurden alsdann in einen
 besonderen Erlenmeyer-Kolben gebracht. Gew?hnlich waren
 B?lo T?rionen in Kolben von 200 ccm. mit etwa 150 ccm.
 Wasser enthalten.
 Nach der Behandlung wurden die Kolben im Laboratoriums-
 raum an ein auf S gehendes Fenster gestellt. Es wurde dabei
 darauf geachtet, dass die Belichtungsverh?ltnisse aller Kolben
 m?glichst gleich waren. Die Temperatur des Zimmers schwankte
 ungef?hr von 14?22?C.
 Versuch 1.
 Der Versuch wurde am 3. September 1932 mit den am
 7. August eingesammelten und bis dahin im hellen Zimmer
 (18?23? C) aufbewahrten T?rionen angestellt. W?hrend des
 fast monatlichen Aufenthalts im Zimmer waren von den etwa
 200 eingesammelten T?rionen nur einige ausgekeimt.
 67
Die T?rionen wurden im Wasser von 45? C ? 1, 5, 10 und
 15 Minuten, von 50??15 und 30 Sekunden, 1 und 2 Minuten,
 von 55? ?5, 15, 25 und 35 Sekunden und von 60? ?3,5, 10
 und 15 Sekunden lang gebadet. Zu jeder Portion wurden 5
 T?rionen genommen, zur Kontrolle aber zwei solche Portionen.
 Die gebadeten T?rionen wiesen schon nach einigen Tagen
 die ersten Keimungsmerkmale auf. Die nach zwei Wochen fest-
 gestellten Resultate sind in der Tabelle 1 dargestellt. Wie aus
 Tabelle 1.
 dieser zu ersehen ist, hatte im Laufe der zwei Wochen von den
 10 Kontrollt?rionen nur einer mit der Entfaltung begonnen,
 w?hrend die ?brigen selbst bis zum 26. April 1933 keine Tendenz
 zum Keimen zeigten. Der Ruhezustand der T?rionen konntealso
 zur Zeit der Anstellung des Versuches nicht bezweifelt werden.
 Aber alle Wasserb?der von schon erw?hnten Temperaturen er-
 wiesen sich trotzdem als f?hig die Ruhe zu unterbrechen. W?hrend
 bei 45? zum Hervorrufen des Fr?htreibens man mindestens 5
 Minuten lang baden musste, gen?gten bei 50? 2 Minuten, bei
 55? schon 35 Sekunden, bei 60? aber dazu sogar 15 Sekunden.
 In beiden letzten F?llen blieb allerdings je ein Turio unge-
 keimt.
 Im allgemeinen scheint es, dass hier bei den T?rionen von
 Stratiotes aloides zwischen der Badedauer und der Temperatur
 ein ?hnlicher Zusammenhang besteht, wie bei Hydrocharis morsus
 ranae, n?mlich : ?wenn die Badetemperaturen in arithmetischer
 Progression wachsen, sinkt die f?r die Erzielung eines Fr?htrei-
 bens unentbehrliche Badedauer ann?hernd in geometrischer
 Progression (Ve?is, 1932, S. 751).
 Ver such 2.
 Um die Frage zu kl?ren, ob auch Wasserb?der von Tempe-
 raturen ?ber 60? C fr?htreibend zu wirken imstande sind, wurde
 am 12 September 1932 eine zweite Versuchsreihe angestellt.
 *) 1 Turio verfaulte.
 5*
 68
 45? 60?
 I l
 m
 5
 ni 10m 15: 30s lm 15s 5s 10s 15s
 Anzahl der am
 3. IX. 1932 geba-
 deten Turionen 5 5 5 5 5
 Anzahlderzum 17.
 IX. 1932 ausge-
 keimtenTurionen 1 5 4*) 4 0 4
Die zu diesem Zweck gebrauchten T?rionen wurden am 1 Sep-
 tember gesammelt und im Zimmer im Lichte aufbewahrt.
 Die T?rionen wurden im Wasser von 65? C? 5, 10 und 15
 Sekunden lang, von 70? ?3, 5 und 10 Sekunden, von 75? ? 1,
 3 und 5 Sekunden und von 80? ? 1 und 3 Sekunden lang ge-
 badet. In jede Portion wurden wieder 5 T?rionen gebracht und
 zur Kontrolle 10 St?ck. Die Ergebnisse des Versuches nach
 2 Wochen sind in der Tabelle 2 zu finden.
 Tabelle 2.
 Wie beim vorigen Versuche, keimte von den 10 unbehan-
 delten T?rionen nur ein einziger, die ?brigen aber begannen
 mit der Keimung erst im April 1933 unter dem Einfluss der
 intensiven Baleuchtung (direkte Sonne). Auch in diesem Ver-
 suche zeigte es sich dass alle angewandten Badetemperaturen
 ein fr?hzeitiges Treiben der T?rionen hervorzurufen verm?gen.
 Bei 65? musste man zum Treiben mindestens 10 Sekunden,
 bei 70? ungef?hr 5 Sekunden, bei 75? ungef?hr 3 Sekunden und
 bei 80? ungef?hr ebenso 3 Sekunden lang baden. Es f?llt hier
 auf, dass mit der Erh?hung der Badetemperatur in diesem Inter-
 vall die minimale Badedauer durchaus nicht mehr so schnell
 wie in dem Temperaturintervall des vorigen Versuches sinkt.
 In dem Temperaturbezirke von 75?80? wird es sogar schwierig
 irgendeine Verk?rzung der minimalen Badedauer zu bemerken.
 Diese Erscheinung w?re vielleicht so zu deuten, dass, je h?her
 die Temperatur des Bades, ein desto verh?ltnismassig gr?sserer
 Teil von der zum Hervorrufen des Fr?htreibens unentbehrlichen
 minimalen Badedauer auf das Eindringen der W?rme in den
 Turio f?llt. Infolgedessen ist es bei hohen Temperaturen un-
 m?glich nach der experimentell gefundenen minimalen Bade-
 *) 1 Turio verfaulte.
 69
 ham ilte 70? 75?
 I II 10
 s
 15
 s
 3
 s
 15
 s
 10
 s
 I
 s
 3
 s
 I
 s
 Anzahl der am 12. IX.
 ?
 1932 gebadeten Tu-
 rionen 5 5 5 5 5
 -
 5 5 5 5
 Anzahl der zum 26. IX.
 1932 ausgekeimten
 1 5 2+(l)* 1 4+(l) 3 5Turionen ....
 Die in Klammern
 chende Anzahl der T
 i weisi
 ion it der darauf
 sitzen blieb.
Dauer ?ber die tats?chliche Wirkungsdauer der entsprechenden
 Temperatur auf den Protoplast zu schliessen. Jedenfalls w?rde
 die wirkliche unentbehrliche Einwirkungsdauer dieser Tempera-
 turen, wenn ihr der Protoplast der T?rionenzellen auf einmal
 unterliegen w?rde, eine viel k?rzere als die festgestellte Bade-
 dauer sein.
 Versuch 3.
 Dieser Versuch wurde am 13. September 1932 begonnen.
 Dazu wurden die am 1. September gesammelte T?rionen ge-
 braucht. Die T?rionen wurden im Wasser von 30? C? 12, 24,
 36 und 48 Stunden lang gebadet. Jeder Portion wurden 5 T?-
 rionen zugeteilt, ebenso viel wurden auch zur Kontrolle unbe-
 handelt gelassen.
 Wie es schon in der Einf?hrung erw?hnt wurde, ist es
 Wi?ni e w s k i durch ein 10 st?ndiges Bad von 29?33?C
 nicht gelungen die Auskeimung der T?rionen im Dunkeln her-
 vorzurufen. ?hnlich behandelte Knospen am Lichte gehalten
 keimtem wohl, jedoch keimten hier auch die unbehandelten, in
 einem Falle war selbst der Prozentsatz der keimenden T?rionen
 bei den Kontrollen gr?sser. Nur waren, wie das auch die der
 Arbeit beigegebenen photographischen Abbildungen (1. c. Abb. 11.
 und 13.) zeigen, die gebadeten T?rionen den ungebadeten ein
 wenig voran.
 Die Frage welchen Einfluss ein m?ssig temperiertes Wasser-
 bad auf die noch vollst?ndig im R?hezustande befindlichen
 T?rionen aus?bt, blieb also ungekl?rt. Es war um so interes-
 santer diese Frage zu l?sen, da, wie erinnerlich, einem von uns
 (1. c. S. 758 f) bei den T?rionen von Hydrocharis morsus ranae
 es nicht gelungen ist durch ein Wasserbad von 30? C die Ruhe-
 periode zu unterbrechen.
 Der Versuch zeigte, dass auch hier bei Stratiotes aloides
 selbst ein 48 Stunden langes Bad von 30? C nicht imstande ist
 das Fr?htreiben der T?rionen hervorzurufen, Selbst bis zum
 Fr?hling verharrten die Knospen in voller Ruhe. Es ist interes-
 sant zu bemerken, dass der Beginn der Keimung bei verschie-
 denen T?rionenportionen ein ungleicher war. Die 48 Stunden
 lang gebadeten begannen mit der Entfaltung im M?rz, die 36
 st?ndige im April, die 12 und 24 Stunden lang gebadete aber
 nur Anfang Mai. Die Frage eines Zufalles bleibt offen.
 Versuch 4.
 Angestellt am 15. September 1932. T?rionenmaterial wie
 im vorigen Versuche. Die T?rionen wurden bei 35? C? 6, 12,
 18 und 24 Stunden lang gebadet. Zu jeder Portion wurden 5
 70
T?rionen genommen. Gleich dem" vorigen Versuche wurde eine
 Keimung der T?rionen nur im Fr?hling 1933 beobachtet.
 Versuch 5.
 Wurde am 17.September 1932 mit demselben T?rionenmaterial
 begonnen. Die T?rionen wurden im Wasser von ungef?hr 27?C
 2, 3, 4, 6, 8, 10 und 12 Tage lang gehalten. In jeder Portion
 waren 5 T?rionen. Das Bad blieb erfolglos, die T?rionen fingen
 nur im April und Mai 1933 zusammen mit den unbehandelten
 an zu keimen.
 Versuch 6.
 Der Versuch wurde mit den am 1. September gesammelten
 T?rionen am 19. September 1932 angefangen. Nachdem die
 Wasserb?der von 27, 30 und 35? C ohne Erfolg geblieben waren,
 versuchten wir eine etwas h?here Temperatur anzuwenden, n?m-
 lich ein Wasserbad von 40? C. Zu diesem Zweck wurden die
 T?rionen 15 und 30 Minuten, 1, 2, 3, 4, 5, 6, 7 und 8 Stunden
 lang im Wasser von 40? gebadet. Gleichzeitig wurde zur Ver-
 gleich ein Teil der T?rionen 3, 5, 10, 15, 30 und 40 Minuten
 lang bei 45?, ein anderer 1, 2, 3 und 4 Minuten lang bei 50?
 und ein dritter 15, 30, 45 und 60 Sekunden lang bei 55? geba-
 det. Jede Portion enthielt 5 T?rionen. Zur Kontrolle wurden
 3 Portionen belassen.
 Die Versuchsergebnisse nach 3 Wochen sind in der Tabelle 3
 zusammengestellt. Es erwies sich also, dass hier bei Stratiotes
 ebenso wie bei Hydrocharis ein 40? Wasserbad imstande ist
 den Ruhezustand der T?rionen zu zerst?ren. Die dazu unent-
 behrliche minimale Badedauer war 4?5 Stunden lang. F?r ein
 Bad von 45? erwies sich die minimale Badedauer diesesmal 15
 Minuten, f?r 50? wie fr?her 2 Minuten lang, f?r 55? aber war
 sie ziemlich schwer feststellbar.
 Weiter ist es zu bemerken, dass eine Anzahl von T?rionen
 in diesem Versuche zu keimen begann, dann aber wiesen sie
 keine weiteren Ver?nderungen auf und blieben in einem solchen
 halbgekeimten Zustande bis zum April und Mai sitzen, als auch
 die unbehandelten T?rionen mit der Keimung begannen.
 Versuch 7.
 Wenn auch die Versuche 3, 4 und 5, die mit den ?blichen
 Warmbadtemperaturen ausgef?hrt wurden, erfolglos blieben, so
 musste man doch noch mit der M?glichkeit rechnen, dass viel-
 leicht l?nger andauernde B?der, als in den vorherigen Versuchen
 imstande w?ren den Ruhezustand der T?rionen zu unterbrechen.
 Um diese Wahrscheinlichkeit zu pr?fen, wurde am 22. September
 71
Tabelle
 3.
 Unbehan- delte
 40?
 450
 50?
 55?
 Kontrollen
 - ? ? ?
 1
 I
 II
 In"
 3Q
 m
 ?"~
 2
 h
 3
 h
 |4
 h
 5
 h
 6
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 1
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 m
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 40
 m
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 m
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 3r7
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 s
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 s
 Anzahl
 der
 am
 19.
 IX.
 1932
 gebadeten
 T?rionen
 ..5
 5
 5
 5
 5
 5
 5
 5
 5
 5
 5
 5
 5
 5
 5
 5
 5
 5
 5
 5
 5
 5
 5
 5
 5
 5
 5
 Anzahl
 der
 der
 zum
 10.
 X.
 1932
 gekeimten
 T?rionen
 0
 0
 0
 0
 0
 1
 1
 l+(3)
 3
 4+(l)
 3*)
 5
 4*)
 0
 0
 1
 3+(l)
 2+(2)
 2+(l)
 2
 5
 5
 5
 2+(l)
 2+(2)
 3
 4
 Tabelle
 4.
 Unbehan-
 ? >
 delte
 30?
 35?
 37,5?
 Kontrollen
 I
 1
 II
 3
 d
 s
 d
 ?7
 d
 10
 a
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 d
 ~?l5
 d
 20
 d
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 l
 8~h|6Qh72h84h%h|108
 h]7
 20
 h
 _h~gT~h
 2
 4
 h
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 lZr
 ?36
 tr
 42
 h
 48
 h
 Anzahl
 der
 am
 22.
 IX.
 1932
 gebadeten
 T?rionen
 .
 .
 ;
 10
 10
 10
 10
 10
 10
 10
 10
 10
 10
 10
 10
 10
 10
 10
 10
 10
 10
 10
 10
 10
 10
 10
 10
 10
 Anzahl
 der
 zum
 22.
 XI.
 1932
 gekeimten
 T?rionen
 .
 .
 0
 0
 0
 2
 (2)
 2
 2+(2)
 0
 1+(1)
 l+(3)
 6+(2)
 3+(3)
 8'9
 10
 7+(2)
 10
 0
 0
 1
 8
 9
 9
 10
 6*)
 Die
 in
 Klammern
 gestellten
 Zahlen
 weisen
 darauf
 hin,
 dass
 die
 entsprechende
 Anzahl
 der
 T?rionen
 wohl
 mit
 der
 Keimung
 begann,
 aber
 darauf
 sitzen
 blieb.
 *).
 Die
 ?brigen
 T?rionen
 verfaulten.
 %
 72
1932 wieder ein Versuch mit am 18 September gesammelten
 T?rionen eingeleitet. Die T?rionen wurden im Wasser von 30,
 35 und 37,5? C gebadet. Bei ungef?hr 30? C wurden die Turio-
 nem 3, 5, 7, 10, 12, 15, 20 und 30 Tage lang dem Bade unter-
 worfen und bei ungef?hr 35? G? 2, 21j2, 3, 3Va, 4, 472 und 5
 Tage lang. Ausserdem wurden auch 4, 8, 12, 24, 30, 36, 42
 und 48 Stunden lange B?der von 37,5? C gepr?ft. In jede
 Portion wurden 10 T?rionen gebracht, zur Kontrolle aber 20.
 Die Versuchsergebnisse sind in der Tabelle 4 zu finden.
 Auch jetzt keimten von den bei 30? gebadeten T?rionen
 nur einzelne, w?hrend die ?brigen erst im M?rz und April 1933
 gleichzeitig mit den unbehandeltenzu keimen anfingen. Dagegen
 gelang es durch die B?der von 35? C in diesem Falle wirklich
 ein Treiben der T?rionen hervorzurufen. Nur brauchte man
 dazu nat?rlich ein l?nger andauerndes Bad, als im Versuche 4,
 Bei 37,5? hatte schon ein 24 st?ndiges Bad die T?rionen aus
 ihrer Ruhe erweckt.
 Versuch 8.
 Schon in der Arbeit ?ber die Winterknospen von Hydro-
 charis morsus ranae ist einer von uns (A. Ve? i s 1. c.) zur
 Schlussfolgerung gekommen, dass bei der fr?htreibenden Ein-
 wirkung der hochtemperierten Wasserb?der die Hauptrolle der
 Temperatur des Bades zukommt, w?hrend das Wasser als solches
 ein entbehrlicher Faktor sein kann. Zur direkten Kl?rung dieser
 Frage wurde am 25. September 1932 mit den drei Tage vorher
 gesammelten Knospen ein Versuch angestellt, in dem die T?rio-
 nen trocken erw?rmt wurden.
 Zum Versuche wurden die T?rionen dem Wasser entnom-
 men, auf dem Filtrierpapier sorgf?ltig abgetrocknet und dann
 in ein d?nnes trockenes Gummis?ckehen gebracht, dessen unteres
 Ende mit einem Gewichte versehen war. Weiter wurde das
 S?ckchen mit den T?rionen in ein entsprechend temperiertes
 Wasser gesenkt, nat?rlich so, dass das obere Ende des S?ckchens
 ?ber dem Wasserspiegel ragte. Bevor man das S?ckchen mit
 den T?rionen in das Wasser tauchte, wurde es vorsichtig zu-
 sammengedr?ckt, um die darin befindliche Luft auszupressen, da
 die ?berfl?ssige Luft eine rasche Erw?rmung der T?rionen nur
 st?ren konnte. Nach dem Ablaufe der gew?hlten Badedauer
 wurde das S?ckchen sofort aus dem Badewasser herausgenom-
 men und die T?rionen aus dem S?ckchen ins Wasser gebracht.
 Auf solche Art wurden die T?rionen in trockener Hitze von
 50? C ? 1,3 und 5 Minuten lang erw?rmt und von 55??20, 40
 und 60 Sekunden lang. Zu jeder. Portion wurden 10 T?rionen
 genommen, ebensoviel auch zur Kontrolle. Die Versuchser-
 73
Gebnisse sind in der Tabelle 5 angegeben. Aus diesen ist zu
 erkennen, dass mindestens bei den in dem Versuche ange-
 wandten Temperaturen, f?r die Erzielung eines Fr?htreibens
 der T?rionen die Einwirkung des Wassers des Bades ent-
 behrlich ist. Die w?hrend des Bades vor?berge-
 hend erh?hte Temperatur allein, ist imstande
 den Ruhezustand der T?rionen zu zerst?ren.
 Tabelle 5.
 Versuch 9.
 Der Versuch wurde am 25. September 1932 mit dem gleichen
 T?rionenmaterial wie im Versuch 8 angestellt. Zum Teil war
 das ein Parallelversuch zu dem vorherigen, zum Teil aber diente
 er zur Vergleichung der Einwirkung der hochtemperierten B?der
 auf T?rionen, die in verschiedenen Stadien der Ruheperiode
 gesammelt wurden. Die T?rionen wurden 1, 3, 5, 7
 x
 ?i und 10
 Minuten lang im Wasser von 47,5?; 15 und 30 Sekunden, 1, 2,
 3 und 5 Minuten lang im Wasser von 50?; 10, 20, 30 und 40
 Sekunden lang im Wasser von 55?; 10, 15, 20 und 25 Sekun-
 den lang im Wasser von 60?; 5, 7, 10, 12 und 15 Sekunden
 lang im Wasser von 65?; 3, 5, 7 und 10 Sekunden lang im
 Wasser von 70?; 1, 3, 5 und 7 Sekunden lang im Wasser von 75?
 und endlich 1, 3 und 5 Sekunden lang im Wasser von 80? ge-
 badet. Zu jeder Portion wurden 10 T?rionen genommen, zur
 Kontrolle vier solche Portionen. Die Versuchsergebnisse sind in
 der Tabelle 6 zusammengestellt. Gleich den vorigen Versuchen
 keimten auch hier die unbehandelten T?rionen z. T. erst im
 April, z. T. im Mai 1933.
 Zum Hervorrufen des Fr?htreibens aller, oder mindestens
 des gr?ssten Teiles der T?rionen bei 47,5? gen?gte ein 3 minu-
 tiges Baden, bei 50? ein 1 minutiges, bei 55? ein 20 Sekunden,
 bei 60? ein 10' Sekunden, bei 65? ein 5?7 Sekunden, bei 70?
 ein 3?5 Sekunden, bei 75 und 80? ein 3 Sekunden langes Bad.
 *) Die ?brigen T?rionen verfaulten.
 74
 S S
 50? 55?
 l
 m
 3
 m
 5
 m
 izahl der am 25. IX. 1932 geba-
 deten Turionen 10 . 10 10 10
 1 + (1) 9 8*)
 10 10 10
 nzahl der zum 25. X. 1932 ge-
 0 8*)keimten Turionen 2+(2) 8 I
 Die in Klammern gestellten
 lende Anzahl der Turionen \*
 Zahl? i weisen darauf hii , dass die eni
 'Ohl i it der Keimung b gann, aber c
Tabelle
 6.
 Unbehandelte Kontrollen
 55?
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 IX.
 1932
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 T?rionen
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 der
 zum
 25.
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 1932
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 IX.
 1932
 geba-
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 Turionen
 10
 10
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 X.
 1932
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 2
 6*)
 s*)
 *)
 Die
 ?brigen
 T?rionen
 verfaulten.
 75
Im allgemeinen ist auch hier die fr?her erw?hnte Erschei-
 nung zu beobachten, n?mlich, dass mit der Erh?hung der Bade-
 temperatur-die zum Fr?htreiben n?tige minimale Badedauer wohl
 abnimmt, jedoch je h?her die Temperatur des Bades wird, desto
 weniger merklich wird die Abnahme der minimalen Badedauer
 f?r einen gleichen Gradbezirk. So ist in dem Intervalle von
 47,5?50? die unentbehrliche minimale Badedauer von 3 auf 1
 Minute gesunken, also dreimal k?rzer geworden, bei 50?55?
 von 60 auf 20 Sekunden, also ebenfalls dreifach verk?rzt worden,
 obgleich der Temperaturbezirk im letzten Falle zweimal gr?s-
 ser ist. In dem Intervalle von 55?60? ist die minimale Bade-
 dauer nur zweimal k?rzer geworden (von 20 auf 10 Sekunden
 gesunken); von 60?65? scheint es weniger als zweimal; von
 65?70? anderthalbmal; im Bezirke von 70?75? von ungef?hr
 4 auf 3 Sekunden gesunken, also weniger als anderthalbmal,
 und endlich in dem Intervalle von 75 - 80? ist es schon schwie-
 rig irgendeine Abnahme der minimalen Badedauer zu bemerken.
 Gewisse Anhaltspunkte gibt nur die Zahl der besch?digten
 T?rionen. W?hrend von den 10 T?rionen, die 3 Sekunden lang
 bei 75? gebadet wurden, nur 2, verfaulten von den bei 80? ge-
 badeten schon 4. Ausserdem hatte ein 1 sekundiges Bad von
 75? keinen Turio zur Keimung angeregt, dagegen ein solches
 von 80? zwei T?rionen zum Treiben gebracht.
 Wenn wir das soeben gesagte durch thermische Koeffizienten
 QlO auszudr?cken versuchen, so
 bekommen wir folgende Zahlen :
 F?r den Temperaturbezirk 50?60?C QlO = 6
 60-70? C QlO = 2V2
 70-80?C Q
 10
 ??i/a
 Das Sinken der Temperaturkoeffizienten mit der Erh?hung
 der Badetemperatur haben wir auch schon in den fr?heren Ver-
 suchen hervorgehoben. Eine ?hnliche Erscheinung beobachtete
 auch Co 11 and c r beim W?rmtetod pflanzlicher Zellen, und
 uns scheint, dass auch hier eine dort gegebene Erkl?rung
 (1924. S. 7) in der Art zul?ssig ist, dass es immer eine gewisse
 Zeit dauert, bis der Turio, oder mindestens sein ?usserer Teil
 sich auf die Temperatur des Badewassers erw?rmt. Bei den
 m?ssigen Badetemperaturen mit einer verh?ltnismassig langen
 Badedauer bildet die zum Eindringen der W?rme n?tige Zeit
 einen so kleinen Bruchteil von der unentbehrlichen minimalen
 Badedauer, dass sie vernachl?ssigt werden kann. Dagegen, je
 k?rzer die f?r das Hervorrufen des Fr?htreibens notwendige
 Badedauer wird, ein desto gr?sserer Teil dieser Badedauer geht
 zur Erw?rmung des Turio hin und endlich deckt diese Erw?r-
 mungszeit g?nzlich die wirkliche Einwirkungsdauer einer ge-
 wissen Temperatur.
 76
Die Ergebnisse der B?der von 50 und 55? in diesem Ver-
 suche unterscheiden sich von solchen des vorherigen dadurch,
 dass man beim trockenen Baden in S?ckchen zum Hervorrufen
 des Fr?htreibens etwas l?nger baden muss. Das ist ja ver-
 st?ndlich, denn das Eindringen der W?rme in den Turio findet
 in diesem Falle langsamer statt. Wenn wir die Resultate dieses
 Versuches mit denjenigen des ersten und zweiten vergleichen,
 so f?llt es auf, dass diesesmal schon weniger lange B?der fr?h-
 treibend gewirkt haben. Die B?der, die damals fast erfolglos
 geblieben sind, wirkten jetzt ausgezeichnet.
 Versuch 10.
 Dieser Versuch wurde am 17. Oktober 1932 mit vor 2 Wochen
 gesammelten und im Zimmer aufbewahrten T?rionen angestellt.
 Da Ende September und Anfang August schon ein merkliches
 Sinken der Temperatur des Wassers im Freien stattgefunden
 hatte, so war es interessant zu pr?fen, wie das auf die Ruhe-
 periode der T?rionen von Stratiotes gewirkt hat.
 Die T?rionen wurden 272, 5, 10, 15, 20, 25 und 30 Minuten
 lang im Wasser von 45? gebadet. F?r jede Portion wurden
 10 T?rionen genommen, zur Kontrolle wurde eine Portion unbe-
 handelt gelassen. Die Versuchsergebnisse sind in der Tabelle
 7 zu finden.
 Tabelle 7.
 W?hrend in dem Versuche 2 (Tabelle 2) vom 12. September
 von den 3 und 5 Minuten lang im Wasser von 45? gebadeten
 T?rionen kein einziger keimte und von den 5 T?rionen, die 10
 Minuten lang gebadet wurden, nur einer austrieb, keimten hier
 schon von den zehn 2
 1/2 Minuten lang gebadeten f?nf. Auch
 von den 10 zur Kontrolle gelassenen T?rionen keimte einer,
 w?hrend die ?brigen bis zum Fr?hling in Ruhe verharrten. Dass
 die K?ltewirkung den Ablauf der Ruheperiode bei den Stratiotes
 T?rionen beschleunigt, hat schon Wisniewski (1930, S. 20)
 beobachtet. Fr?her schon hat er dasselbe experimentell bei den
 Winterknospen von Hydrocharis morsus ranae nachgewiesen
 (1913), Bei Holzgew?chsen ist diese Erscheinung schon l?ngst-
 bekannt (Howard, 1906).
 77
 45?
 Unbehand.
 Kontrollen
 2,5
 m
 5
 m
 10
 m
 15
 m
 20
 m
 25
 m
 nzahl der am 17. X. 1932
 gebadeten Turionen . . . 10 10 10
 6
 10 10
 10 10
 10 10
 10 10
 10
 nzahl der zum 1.XI. 1932
 5aiausgekeimten Turionen. . 1 10
Im Herbste des Jahres 1933 haben wir neben Summierungs-
 versuchen der unterschwellig langen B?der, ?ber welche bald
 besonders berichtet werden soll, noch einige umfangreichere
 Versuchsreihen angestellt, um m?glichst genau und f?r einen
 gr?sseren Temperaturbezirk den Charakter der Abnahme der
 minimalen, f?r die Erzielung des Fr?htreibens unentbehrlichen,
 Badedauer mit der Erh?hung der Temperatur zu kl?ren.
 Versuch 11.
 Dieser Versuch wurde am 14. September 1933 mit den zwei
 Tage vorher gesammelten T?rionen begonnen.
 Die T?rionen wurden im Wasser von ungef?hr 30? C ?
 1, 3, 5, 7, 10, 15, 20, 25 und 30 Tage lang gehalten ; im Wasser
 von ungef?hr 35? C ? x/2
 ,
 1, U/2, 2, 3, 5, 7, 10 und 12 Tage
 lang; im Wasser von 37,5? C - 8, 12, 16, 20, 24, 36, 48, 60,
 72 und 96 Stunden lang; im Wasser von 40? C ? 1, 2, 4, 6,
 8, 10, 12, 16, 20 und 24 Stunden lang; im Wasser von 42,5? C
 ? 15, 30, 45 Minuten, 1, U/2 2, 3 und 4 Stunden lang; im
 Wasser von 45? C - 1, 2, 3, 4, 5, 6, 8, 10, 12, 15, 20, 25, 30,
 40 und 50 Minuten lang; im Wasser von 47,5? C ? 1, 2, 3, 5,
 7V2, 10, 12 und 15 Minuten lang; im Wasser von 50? C ?
 30 Sekunden, 1, 2, 3, 4, 5 und 6 Minuten lang; im Wasser von
 52,5? C ? 15, 30, 45 Sekunden, 1, U/2, 2, 27a und 3 Minuten
 lang; im Wasser von 55? C ? 10, 20, 30, 40, 50 und 60 Se-
 kunden lang; im Wasser von 60? C ? 5, 10, 15, 20, 25 und 30
 Sekunden lang ; im Wasser von 65? C? 5, 10, 15 und 20 Se-
 kunden lang; im Wasser von 70? C ? 3, 5, 7, 10, 12 und 15
 Sekunden lang; im Wasser von 75? C ? 3, 5, 7 und 10 Sekun-
 den lang; im Wasser von 80? C ? 1, 3, 5 und 7 Sekunden lang;
 im Wasser von 85? C ? 1,3 und 5 Sekunden lang und im
 Wasser von 90? C ? 1 und 3 Sekunden lang.
 F?r jede Portion wurden 10 T?rionen genommen, in einem
 Teil der bei 45? gebadeten selbst 20. Zur Kontrolle wurden
 6 Portionen, also 60 T?rionen unbehandelt gelassen. Von den
 letzten keimte bis zum Fr?hling kein einziger aus. Dagegen
 waren von den gen?gend lang gebadeten T?rionen schon nach
 2 Wochen der allergr?sste Teil mehr oder weniger vollst?ndig
 ausgekeimt. Die Versuchsergebnisse sind in der Tabelle 8 zu-
 sammengestellt; im allgemeinen erinnern sie an die im Versuche
 9 und an andere im Jahre 1932 erhaltene. Auch diesmal selbst
 vermittels eines 30 Tage langen und 30 gradigen Bades gelang
 es nicht das Fr?htreiben der T?rionen hervorzurufen. Dagegen
 waren die ?brigen Wasserb?der mit Temperaturen in den Gren-
 zen von 35?90? C wohl imstande den Ruhezustand der T?rionen
 aufzuheben, wenn nur das Baden gen?gend lang gedauert hatte.
 78
Tabelle
 8.
 300
 35?
 l
 d
 3
 d
 "
 ?
 3
 "
 7
 d
 10
 d
 15
 d
 ~2?
 a
 ""25
 a
 ~3o
 rr
 12
 h
 "l
 d~
 iya
 d
 2
 d
 3
 d
 10
 d
 12-
 d
 Anzahl
 der
 T?rionen,
 die
 am
 14.
 IX.
 1933
 ins
 Badewasser
 gebracht
 wurden
 10
 10
 10
 10
 10
 10
 10
 10
 10
 10
 10
 10
 10
 10
 10
 10
 10
 10
 Anzahl
 der
 zum
 14.
 XI.
 1933
 ausge-
 keimten
 T?rionen
 0
 1+(1)
 1
 (2)
 0
 0
 0
 0
 0
 (1)
 (1)
 0
 (1)
 (2)
 4
 10
 9
 9
 37,5?
 40?
 "8
 H
 ~l"T2
 lr
 l^6
 H
 [
 20
 h
 24
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 ~T36
 Pr
 l
 48
 h
 ?
 60
 h
 ?
 l
 h
 2
 h
 4
 fi
 6
 h
 \T(f[72
 h
 l^^^P
 1
 Anzahl
 der
 am
 14.
 IX.
 1933
 gebadeten
 T?rionen
 ...
 10
 10
 10
 10
 10
 10
 10
 10
 10
 10
 10
 10
 10
 10
 10
 10
 10
 10
 10
 10
 Anzahl
 der
 zum
 4.
 X.
 1933
 ausgekeimten
 T?rionen
 .
 (1)
 (2)
 2
 (3)
 2+(4)
 10
 9
 9
 10
 8
 2
 2+(l)
 3+(4)
 10
 8
 10
 10
 9
 9*
 1*
 42,50
 450
 uF\3(^'^W\vi2
 h
 \
 2
 h
 1
 3
 h
 1
 4
 h
 ~1
 iH
 72?
 r
 13
 5
 4
 m
 j
 5
 m
 ?
 6
 m
 8
 m
 10
 m
 ?
 12
 m
 ?
 15
 m
 \2o?
 \25
 m
 \3o?
 40
 m
 |50
 m
 Anzahl
 der
 am
 14.
 IX.
 1933
 gebadeten
 T?rionen
 ...
 10
 10
 10
 10
 10
 10
 10
 10
 20
 10
 20
 10
 20
 10
 20
 20
 20
 20
 20
 20
 20
 10
 10
 Anzahl
 der
 zum
 14.
 XI.
 1933
 ausgekeimten
 T?rionen
 .
 1
 (2)
 1+(1)
 1
 7+(1)7+(2)
 10
 10
 2+(2)
 2
 4
 (2)
 1
 1
 3+(6)
 3+(6)
 12+(1)
 13+(1)
 20
 13
 20
 9
 9
 79
80
 47,
 l
 m
 2
 m
 3
 m
 5
 m
 7,5
 m
 10
 m
 12
 m
 15
 m
 l
 m
 3
 m
 4
 m
 5
 m
 6
 m
 15
 s
 l
 m
 ll/2
 m
 '
 2V2
 m
 3
 1
 Anzahl
 der
 am
 14.
 IX.
 1933
 gebadeten
 Turionen.
 .
 .
 Anzahl
 der
 zum
 4.
 X.
 1933
 10
 10
 10
 10
 10
 10
 10
 10
 10
 10
 10
 10
 10
 10
 10
 10
 10
 10
 10
 10
 10
 10
 10
 ausgekeimten
 Turionen
 .
 0
 (2)
 4+(3)
 8+(l)
 10
 9
 9*
 8*
 0
 5+(l)
 9
 9
 7*
 6*
 5*
 1+(1)
 5+(3)
 8
 10
 8*
 6*
 6*
 60?
 70?
 10
 s
 20
 s
 50
 s
 5
 S
 10
 s
 15
 s
 20
 s
 25
 S
 5
 S
 10
 s
 15
 s
 3
 S
 5
 s
 10
 s
 12
 s
 Anzahl
 der
 am
 14.
 IX.
 1933
 gebadeten
 Turionen..
 10
 10
 10
 10
 10
 10
 10
 10
 10
 10
 10
 10
 10
 10
 10
 10
 10
 10
 10
 Anzahl
 der
 zum
 4.
 X.
 1933
 4*
 6*
 0
 8+(l)
 5*
 *
 10
 *
 10
 10
 ausgekeimten
 Turionen
 .
 0
 5+(l)
 9
 9*
 10
 5*
 7
 3*
 *
 75?
 80?
 850
 Unbehandelte?
 Kontrollen
 10
 s
 I
 s
 5
 S
 I
 s
 5
 S
 I
 s
 III
 I
 1
 I
 I
 I
 ill!
 I
 I
 I
 i
 III
 Anzahl
 der
 am
 4.
 X.
 1933
 gebadeten
 Turionen
 ...
 10
 10
 10
 10
 10
 10
 10
 10
 10
 10
 10
 10
 10
 10
 10
 10
 10
 10
 10
 Anzahl
 der
 zum
 14.
 XI.
 1933
 0
 ausgekeimten
 Turionen
 .8
 8*
 |
 7*?*2+(l)8*8*3*3+(2)
 7*
 6*
 |
 (6)
 8*
 0
 |
 0
 0
 0
 I
 0
 Die
 in
 Klammern
 gestellten
 Zahlen
 weisen
 darauf
 hin,
 dass
 die
 entsprechende
 Anzahl
 der
 Turionen
 wohl
 mit
 der
 Keimi
 sitzen
 blieb.
 ig
 begann,
 aber
 *)
 Die
 ?brigen
 Turionen
 verfaulten.
 ?
 *)
 Alle
 Turionen
 verfaulten.
Noch ausdr?cklicher als bei den Winterknospen von Hydrocharis
 morsus ranae war es hier zu ersehen, dass besonders bei den
 niedrigeren Badetemperaturen die optimale Badedauer bemerkens-
 wert weite Grenzen aufweist. So hatten 7, 10 und 12 Tage
 lange B?der von 35? gleich gute Erfolge geliefert, und es ist
 nicht ausgeschlossen, dass auch l?nger als 12 Tage andauernde
 B?der solche Erfolge liefern k?nnten. Gleich gute Treiberfolge
 brachten 36, 48, 60, 72, 96 Stunden lange und, vielleicht, auch
 noch l?ngere B?der von 37,5?. Beim Baden im Wasser von
 40? C haben 6?16 Stunden lange B?der fast gleichgut gewirkt,
 w?hrend bei 20 Stunden lang gebadeten T?rionen schon gewisse
 Sch?digungen hervortraten. Je h?her die Badetemperatur war,
 desto enger wurden die Grenzen der optimalen Badedauer und
 desto rascher folgte der minimal langen optimalen Badedauer
 bei einer Verl?ngerung der Badezeit eine schon sch?digende.
 In Bezug auf den Beginn und die Geschwindigkeit des Keimungs-
 verlaufes konnte man in den Grenzen der optimalen Badedauer
 zwischen den verschieden lang bei derselben Temperatur geba-
 deten T?rionen keinen merklichen Unterschied beobachten.
 Wenn wir den Verlauf der Abnahme der zum Fr?htreiben
 unentbehrlichen minimalen Badedauer (Minimum der optimalen
 Badedauer) mit der Erh?hung der Badetemperatur verfolgen, so
 sehen wir folgendes Bild : Mit der Erh?hung der Temperatur des
 Bades von 35 auf 37,5? C nimmt die minimale Badezeit von 7
 auf 172 Tag ab, d. h. sie ist 4
 2
 /3 mal k?rzer geworden. Von 37,5
 auf 40? war die minimale Badedauer von 36 auf 6 Stunden ge-
 sunken, also 6 mal k?rzer geworden. Von 40 auf 42,5? nimmt
 dieselbe von 6 auf 172 Stunden, also vierfach ab. Von 42,5
 bis 45? von 172 Stunden auf 15 Minuten, also 6 mal ab. Von
 45 auf 47,5? sinkt die Badedauer von 15 auf 5 Minuten, also
 dreifach. Von 47,5 auf 50? von 5 auf 2 Minuten, also 272 mal.
 Von 50?52,5? von 2 Minuten auf 45 Sekunden, d. h. 22/3 mal.
 Von 52,5 auf 55? C von 45 auf 30 Sekunden, d. h. nur andert-
 halbmal u. s. w. Von 70? an ist es schon schwierig mit der
 weiteren Erh?hung der Badetemperatur eine weitere Abnahme
 der minimalen Badezeit zu beobachten. Daf?r ist selbstver-
 st?ndlich die ungen?gend genaue Versuchsanstellung verantwort-
 lich, denn h?tte man bei diesen Temperaturgraden Bedezeiten
 von geringerer Differenz gew?hlt, z. B. von einer Sekunde, oder
 weniger, so w?re es vielleicht m?glich gewesen auch eine weitere,
 wenn auch weniger deutliche Abnahme der minimalen Badedauer
 zu beobachten.
 Im allgemeinen ist hier, ebenso wie im Versuche 9, zu
 ersehen, dass mit der Erh?hung der Temperatur des Bades das
 Tempo der Abnahme der minimalen Badedauer immer langsamer
 81
wird. Das soeben gesagte wird gut durch die f?r verschiedene
 Temperaturbezirke berechneten thermischen Koeffizienten QlO
 illustriert :
 35-45? C ? Q
 lO
 = 672
 40-50? C ?Q
 lo
 = 180
 45-55? C ? QlO = 30
 50-60? C ?Qlo = 12
 55-65? C ? Q
 lO
 = 6
 70?60?C - Q
 lO
 = 3Vb
 65-75? C - QlO = 12/sl
 2/s
 Zur besseren ?bersicht wurden dieErgebnisse dieses Versuches
 graphisch dargestellt (Fig. 1.). Die Temperaturen sind als Abbs-
 zissen und die Logarithmen der zugeh?rigen Badezeiten als
 Ordinaten in ein rechtwinkliges
 Koordinatensystem eingetragen.
 Die erhaltene Kurve der mini-
 malen Badezeiten ist ziemlich
 kompliziert. Bei ihr kann man
 drei Hauptteile unterscheiden:
 1. den geraden steilen, der dem
 Temperaturbezirke 35 ? 45? C
 entspricht, 2. den ebenfalls gera-
 den, jedoch mit einem mehr
 horizontal gerichtetem Verlauf,
 der dem Bezirke 45 ? 52,5?
 entspricht, und 3. den geboge-
 nen Teil, der mit jedem Tem-
 peraturgrad schr?ger wird und
 endlich parallel der Abszissenaxe
 verl?uft.
 Acta Horti Bot. Unlvers. Latv. VIII. 6
 Fig. 1.
 Bezeichnung der Badezeit:
 O = unterschwellig, ?=optimal,?z.T.sch?digend.
 82
Dem ersten steilen Teile der Kurve in dem Bezirke 35?45?
 entspricht ein sehr grosser Temperaturkoeffizient QlO ==
 672.
 Der ann?hernd geradlinige Charakter dieses Teiles l?sst denken,
 dass im ganzenBezirke die fr?htreibende Einwirkung des Bades
 denselben Charakter tr?gt. Es ist interessant zu bemerken, dass,
 wenn wir nach diesem Temperaturkoeffizienten die dem 30? C
 entsprechende minimale unentbehrliche Badedauer berechnen,
 ?wir ungef?hr 180 Tage bekommen. Dadurch wird es verst?nd-
 lich, dass wenn auch ein 30 gradiges Bad imstande w?re ?hn-
 liche, das Treiben ausl?sende, Ver?nderungen hervorzurufen, wie
 die Temperaturen von 35 ?45?, ein monatelanges Bad sich als
 viel zu kurz im Vergleich zum unentbehrlichen minimalen er-
 weisen musste.
 Der zweite Abschnitt der Kurve, der den Temperaturen von
 45?52,5? C entspricht, weist einen viel kleineren Koeffizienten
 auf, n?mlich einen QlO ? 54,29 (der Koeffizient
 wurde nach
 10 (log K 2 -log K?)
 der Formel Q
 lO
 =10 t 2? berechnet). Der soeben
 erw?hnte Koeffizient steht sehr nahe demjenigen, welchen schon
 fr?her einer von uns (1. c.) bei den T?rionen von Hydrocharis
 morsus ranae konstatiert hatte, n?mlich QlO ~58 f?r den Bezirk
 42?55? C, wie auch denjenigen, die von Coli and er (1. c),
 Porodko (1926), Belehradek et Melichar (1930) und
 anderen beim W?rmetod pflanzlicher Zellen beobachtet wurden.
 Der ann?hernd geradlinige Verlauf auch dieses Abschnittes der
 Kurve gibt den Anlass zu vermuten, dass das Fr?htreiben nach
 dem Baden bei ihm ensprechenden Temperaturen die gleichen
 Gr?nde haben k?nnte, und zwar nicht mehr dieselben, oder
 wenigstens nicht alle dieselben, wie in dem Bezirke 35?45? C.
 Nebendemthermischen Koeffizienten Q
 lO,
 deroft mit steigender
 Temperatur langsam abnimmt, hat eine weite Anwendung, auch in
 den Untersuchungen biologischen Charakters, die Konstante ji,
 die weit ?fter eine gute Best?ndigkeit zeigt, gefunden. Sie wird
 aus der Arrhenius Gleichung -~ == eR
 '
 T2
 -
 Ti ' berechnet.
 Xx
 Nach dieser Gleichung ist
 Durch die Konstante ji wird die Energie der Aktivierung be-
 zeichnet und sie hat die Dimensionen von Kalorien f?r das
 Gramm-Molek?l der aktivierten Substanz.
 In unserem Falle entspricht dem Bezirke 35?45? u. ? 126500
 und dem Bezirke 45?52,5? \i = 79500. Also auch nach dieser
 Formel berechnend bekommt man Konstanten, die sich merklich
 voneinander unterscheiden.
 83
Die den beiden schon erw?hnten Temperaturintervallen ent-
 sprechenden geradelinigen Abschnitte der Kurve kreuzen sich
 bei ungef?hr 45? C. Diese Temperatur muss also f?r das
 Fr?htreiben der T?rionen von Stratiotes in irgendeinem Sinne
 kritisch sein. Vorl?ufig jedoch ist es schwer diese Erscheinung
 zu erkl?ren.
 Es muss hier bemerkt werden, dass in den Untersuchungen
 ?ber den W?rmetod pflanzlicher Zellen bez?glich der Temperatu-
 koeffizienten gerade Entgegengesetztes beobachtet wurde, d. h.
 bei den massigen Temperaturen waren die Temperaturkoeffizienten
 kleiner. Jedenfalls ist f?r die endg?ltige Kl?rung dieser Frage
 notwendig besonders sorgf?ltig, genauer, als es uns bisher f?r
 die niedrigeren Badetemperaturen m?glich war, die minimale
 Badedauer festzustellen, besonders in dem kritischen Bezirke am
 besten f?r jeden Temperaturgrad. Wir hoffen, dass Versuche
 solcher Art in Verbindung mit verschiedenen andersartigen Ver-
 suchen, wie z. B. den trockenen, warmen und heissen
 den verschiedenen chemischen B?dern, und den einfachen
 und kombinierten Summationsversuchen der unterschwelligen
 ?blichen Wasser- und verschiedenen chemischen B?dern, uns die
 M?glichkeit geben werden, zu unterscheiden, ob die fr?htrei-
 bende Einwirkung der Wasserb?der von diesen zwei Temperatur-
 bezirken von einander wesentlich verschieden ist.
 Eins ist jedoch auch jetzt klar, n?mlich : mit der Abnahme
 der Badetemperatur unter ungef?hr 45? C nimmt die minimale,
 f?r die Erzielung des m?glichst besten Fr?htreiberfolges unent-
 behrliche, Dauer des Bades merklich rascher zu, als in dem
 Bezirke von 45?52,5? C. W?re es nicht so, so w?rde es uns
 doch gelungen sein bei irgendeiner von den f?nf gepr?ften unter
 45? stehenden Temperaturen das Fr?htreiben durch ein Bad
 hervorzurufen, dessen Dauer dem Temperaturkoeffizienten des
 Bezirkes 45?52,5? entspricht. Jedoch, wie es schon erw?hnt
 wurde, sind die experimentell gefundenen unentbehrlichen Bade-
 zeiten viel l?nger. Umgekehrt nimmt mit der Erh?hung der
 Badetemperatur ?ber 45? C die minimale Badedauer merklich
 langsamer ab, als in dem Bezirke 35? 45?, w?re es anders, so
 h?tten bei den Badetemperaturen ?ber 45? C schon bedeutend
 k?rzere als die experimentell gefundenen B?der fr?htreibend
 gewirkt.
 Vorl?ufig k?nnte man vielleicht die Verschiedenheit der
 Temperaturkoeffizienten auf folgende Weise zu deuten versuchen.
 Bei den B?dern von m?ssigen Temperaturen, wo man zum Her-
 vorrufen des Fr?htreibens die T?rionen Stunden, selbst Tage
 lang baden muss, erw?rmen sie sich durch und durch und sind
 also in ihrem Innern dauernd der Temperatur des Bades unter-
 6*
 84
worfen. Man k?nnte vermuten, dass die Einwirkung der erh?h-
 ten Temperatur hier so lange andauern muss, bis in den Ge-
 weben des inneren Teiles gewisse Ver?nderungen, irgendwelche
 Sch?digungen von reversibler Natur das notwendige Mass er-
 reicht haben. Dabei w?re anzunehmen, auf die ?usseren Teile
 des Turio seien die B?der von diesen Temperaturen, selbst bei
 andauerndem Baden nicht imstande weder sch?digend noch das
 Fr?htreiben anregend zu wirken. Den ersten Impuls zum Trei-
 ben w?rden in diesem Falle die inneren Teile des Turio
 empfangen, die ihrerseits in den ?usseren die f?r das Treiben
 charakteristische Ver?nderungen hervorrufen. Diese Annahme
 k?nnte wohl der Wirklichkeit entsprechen, da gerade die undiffe-
 renzierten Zellen der embryonalen Gewebe gegen die Wirkung
 der verschiedenen Agenzien am empfindlichsten sind. Beson-
 ders auffallend ist die differenzierte Widerstandsf?higkeit der
 verschiedenen Gewebe gegen die W?rmeeinwirkung bei Kartof-
 felknollen zu beobachten. Inder Arbeit, die einer von uns bald
 publizieren wird, wird gezeigt, dass ein Wasserbad, das t?tend
 auf die Keime wirkt, den parenchymatischen Zellen keine Sch?-
 digungen zuf?gt.
 Den erw?hnten Charakter k?nnte die fr?htreibende Einwir-
 kung der Wasserb?der ungef?hr bis 42?45? C haben, d. h. bis
 zur Temperaturgrenze, wo schon die ?usseren Teile des Turio
 vom Bade besch?digt werden k?nnen und zwar fr?her als die
 inneren. Hier w?rden die zum Anregen des Fr?htreibens unent-
 behrlichen Ver?nderungen noch, bevor eine Durchw?rmung des
 Turio und die erforderliche Einwirkung auf die inneren Gewebe
 stattgefunden hat, den n?tigen Umfang in den Zellen des ?us-
 seren Turioteiles erreichen. Infolgedessen werden in diesen
 F?llen die die Entfaltung der T?rionenausl?senden Impulse von
 den ?usseren Teilen des Turio kommen. Gegen die Annahme,
 dass die thermischen Koeffizienten f?r die inneren wenig und
 die ?usseren mehr differenzierten Zellen verschieden sein kann,
 ist kaum etwas einzuwenden, denn ihrer Konsistenz und ihren
 physikalisch-chemischen Eigenschaften nach sind sie verschieden.
 Was den dritten gebogenen Teil der Kurve betrifft, der den
 Badetemperaturen ?ber 52,5 entspricht, so scheint es uns, dass
 er als eine unmittelbare Fortsetzung der geradelinigen zweiten
 betrachtet werden muss. Schon fr?her haben wir erw?hnt, dass
 beim Baden der T?rionen immer ein Teil von der minimalen
 Badedauer zum Eindringen der W?rme, wenn auch nur in die
 peripherischen Teile des Turio, kommt und nur der Rest auf die
 direkte Einwirkung der entsprechenden Badetemperatur selbst
 f?llt. Je h?her die Badetemperatur gew?hlt wurde, je k?rzer
 die minimale Dauer des Bades war, desto gr?sser wird deren
 85
zur Erw?rmung des Turio gebrauchter Teil, und desto ent-
 sprechend k?rzer wird die Zeit der Wirkung der eigentlichen
 Temperatur des Bades. Bei besonders hohen Badetemperaturen
 bildet die letzte nur einen geringen Bruchteil der minimalen
 Badedauer, und es w?re m?glich, dass bei den Temperaturen,
 wo das Baden nur eine bis einige Sekunden dauert selbst die
 Zellen der peripherischen Schichten w?hrend des Badens die
 Temperatur des Bades nicht erreichen. Das Fr?htreiben wird in
 solchen F?llen nicht durch so und so lange Einwirkung einer
 gewissen Temperatur, sondern durch entsprechend lange Ein-
 wirkung einer von A?B? w?hrend des Bades steigenden Tempe-
 ratur hervorgerufen. Es ist nat?rlich, dass in einem solchen
 Falle der Unterschied zwischen den minimalen Badezeiten zweier
 benachbarter Temperaturgrade viel geringer wird, als wenn das
 Protoplasma der T?rionenzellen die ganze Badezeit direkt der
 Temperatur des Bades ausgesetzt w?re.
 Versuch 12.
 Um zu verfolgen, welchen Charakter die Beziehungen
 zwischen der Badetemperatur und Badedauer am Ende der
 Ruheperiode tragen, wurde am 24. Oktober 1933 noch ein
 Versuch angestellt. Die dazu gebrauchten T?rionen waren 7
 Tagen vorher eingesammelt und im Dunklen im fliessenden
 Leitungswasser gehalten worden. Die T?rionen wurden in fol-
 gender Weise gebadet.
 Im Wasser von 37,5? C ? 3, 6, 9, 12, 15, 18, 24 und 36
 Stunden lang; im Wasser von 40? C ? 1, 2, 3, 4, 5 und 6
 Stunden lang; im Wasser von 42,5? C ? 20, 30, 45 Minuten,
 1, l
 x
 /a und 2 Stunden lang; im Wasser von 450 C? 1, 2Va, 5,
 7Va, 10, 15, 20 und 30 Minuten lang; im Wasser von 47,5? C
 ?1, 21j2, 5, 772, 10 und 15 Minuten lang; im Wasser von
 50? C? 30 Sekunden, 1, 11/*,l
 1
 /*, 2, 3 und 4 Minuten lang; im
 Wasser von 52,5? C ? 20, 30, 45, 60, 75 und 90 Sekunden lang;
 im Wasser von 55? C ? 10, 15, 20, 25 und 30 Sekunden lang;
 im Wasser von 57,5 C? 7, 10, 15 und 20 Sekunden lang. Im
 Wasser von 60? C? 5, 7, 10, 12 und 15 Sekunden lang; im
 Wasser von 65? C ? 3, 5, 7 und 10 Sekunden lang; im Wasser
 von 70? C und 75? C ? 1, 3, 5 und 7 Sekunden lang; im Wasser
 von 80? C ? 1, 3 und 5 Sekunden lang; im Wasser von 90? C
 1 und 3 Sekunden lang; im Wasser von 100? C ? 1 Sekunden
 lang.
 Zu jeder Portion wurden 10 T?rionen genommen, zur Kont-
 rolle aber 20 T?rionen. Die Versuchsergebnisse sind in der
 Tabelle 9 zusammengestellt. Wie zu ersehen ist, nimmt mit
 der Erh?hung der Badetemperatur von 37,5 bis 40? die minimale
 86
Tabelle
 9.
 87
 InbehandellKontrollen
 37,5?
 15
 1
 18
 1
 45
 m
 Vi
 Anzahl
 der
 am
 24.
 X.
 1933
 gebadeten
 Turionen
 .
 .
 .
 Anzahl
 der
 zum
 7.
 XI.
 1933
 ausgekeimten
 Turionen
 .
 10
 10
 10
 10
 10
 10
 10
 10
 10
 10
 10
 10
 10
 10
 10
 10
 10
 10
 10
 10
 10
 10
 10
 (2j
 (1)
 S+(2)
 l+(4)
 7
 10
 10
 10
 10
 10
 6+(2)
 9
 10
 10
 10
 10
 8
 8
 9
 10
 10
 8
 9
 47,
 l
 m
 2,5
 m
 5
 m
 7,5
 m
 10
 m
 15
 m
 20
 m
 l
 m
 2,5
 m
 7,5
 m
 10
 m
 15
 m
 l
 m
 l'/2
 m
 _m
 4
 m
 45
 s
 75
 s
 90
 s
 Anzahl
 der
 an
 24.X.1933
 gebadeten
 Turionen
 .
 .
 Anzahl
 derzum7.XI.
 1933
 ausgekeimten
 Turionen
 10
 10
 10
 10
 10
 10
 10
 10
 10
 10
 10
 10
 10
 10
 10
 10
 10
 10
 10
 10
 10
 10
 10
 10
 10
 !
 io
 3+(l)
 4+(4)
 9
 10
 10
 10
 10
 10
 10
 10
 9
 9
 (1)
 10
 10
 (3)
 8
 10
 10
 8*
 8*
 9
 10
 10
 I
 57,5?
 65?
 70?
 100?
 1
 o
 s
 |
 15
 s
 |20
 s
 25
 s
 7
 S
 !
 10
 s
 15
 S
 !
 10
 s
 12
 s
 15
 s
 5
 S
 10
 s|
 7
 s
 i
 I
 I
 s
 5
 S
 7
 s
 I
 s
 5
 S
 I
 s
 Anzahl
 deram
 24.X.
 1933
 gebadeten
 Turionen.
 ....
 10
 10
 10
 10
 10
 10
 10
 Anzahl
 der
 zum
 7.
 XI.
 1933
 ausge-
 keimten
 Turionen
 2
 6
 9
 10
 10
 (3)
 (7)
 10
 10
 10
 10
 10
 10
 10
 10
 10
 10
 10
 10
 10
 10
 10
 10
 10
 10
 10
 10
 10
 10
 10
 !
 lo
 10
 I
 I
 I
 Ii
 III
 I
 :
 ...
 I
 II
 I
 10
 10
 2|3+(6)9+(l)
 10
 10
 1+(1)
 7+(3)
 10
 7*
 0
 8|10
 8*
 l+(2)
 10
 8*
 7*
 2+(2)
 9*
 6*
 7+(2)
 6+(4)
 Die
 in
 Klammern
 gestellten
 Zahlen
 weisen
 da
 :
 hin,
 dass
 die
 entsprechende
 Anzahl
 der
 Turionen
 wohl
 mit
 der
 Keimung
 begann,
 aber
 darauf
 sil
 blieb.
 *)
 Die
 ?brigen
 Turionen
 verfaulten.
Badedauer ungef?hr 4*/amal ab, von 40?42,5? ann?hernd 6 mal.
 Weiter, in dem Temperaturintervall von 42,5?50? C, nimmt die
 minimale Badedauer ungef?hr gleichm?ssig ab, aber schon von
 ann?hernd 50? C wird das Tempo der Abnahme der minimalen
 Badedauer immer langsamer, so nimmt sie von 47,5?50?
 mal, von 50?52,5 2 mal, von 52,5?55? U/a mal ab. Beginnend
 von 55? C ist die Verk?rzung der minimalen Badezeit eine noch
 langsamer geworden, so ist sie in dem ganzen 10 gradigen
 Intervall von 55?65? C nur 4 fach k?rzer geworden, von
 65?75? C aber nur 2 fach.
 Eine noch bessere ?bersicht erh?lt man, wenn man den
 Gang der Abnahme der minimalen Badedauer in zehngradigen
 Temperaturbezirken vergleicht. W?hrend von 40?50?C die mi-
 nimale Badezeit 120 mal k?rzer geworden ist, nimmt sie von
 50?60? C nur 6 mal, von 60?70? C aber nur 3Va mal ab.
 Von 70?80? gelang es nicht eine Abnahme unmittelbar zu beo-
 bachten, jedoch wenn man beachtet, dass aus den 10 auf eine
 Sekunde in Wasser von 70? getauchten T?rionen kein einziger
 auskeimte, dagegen aus den T?rionen, die 1 Sekunde lang im
 Wasser von 80? gehalten wurden, 4 zu keimen begannen, so
 k?nnte man vielleicht annehmen, dass ein l x/a sekundiges Bad
 von 80? das Treiben des gr?ssten Teiles der gebadeten T?rionen
 hervorzurufen imstande sei. In solchem Falle w?re die minimale
 Badezeit von 70?80? G zweimal k?rzer geworden, von 80?90?C
 dagegen anderthalbmal. Von 90?100? ist uns eine weitere
 Abnahme der minimalen Badezeit festzustellen nicht gelungen
 wegen der Schwierigkeit, die ein nur Bruchteile einer Sekunde
 dauerndes Baden macht.
 F?r die bessere ?bersicht wurden die Versuchsergebnisse
 graphisch dargestellt (Fig. 2). Im allgemeinen erinnert die er-
 haltene Kurve der minimalen Badezeiten an die des Versuches 11.
 Auch hier k?nnen wir dieselben 3 Teile unterscheiden: 1. einen
 ungef?hr geradlinigen, verh?ltnismassig steilen, der den nied-
 rigeren Badetemperaturen von 37,5?42,5? C entspricht und einen
 Temperaturkoeffizienten QlO == 725,67 aufweist, f?r dasselbe Inter-
 vall |x = 128000 (in dem Versuche 11 dem Temperaturbezirke
 35?45? C entsprach QlO = 672 und \i = 126500, sie waren also
 sehr nahe den hier gefundenen). 2. einen ebenfalls ungef?hr
 geradlinigen, aber etwas mehr horizontal verlaufenden Teil der
 Kurve, der den Temperaturen von 42,5?50? C entspricht ; hier
 bekommen wir QlO = 54,29 und jx? 79500 also dieselben Zahlen,
 die wir im vorherigen Versuche f?r den Temperaturbezirke
 45?52,5? gefunden hatten.
 Man muss jedoch hier darauf hinweisen, dass infolge der
 geringen Punktenzahl diese Linien und die ihnen entsprechenden
 88
thermischen Koeffizienten keinenfalls als absolut sicher betrachtet
 werden k?nnen, sie sind nur ann?hernd richtig, denn bei vielen
 von den gepr?ften Temperaturgraden ist die M?glichkeit nicht
 ausgeschlossen, dass die wirkliche minimale Badedauer noch k?rzer
 ist und irgendwo zwischen derim Versuche festgestellten minimalen
 undder l?ngsten ungen?gend langen Badezeit zu suchen ist. Weiter
 entstanden gewisse Schwierigkeiten durch den Umstand, dass die
 minimale Badedauerf?r verschiedene T?rionen bei einer gewissen
 Temperatur keine gleichlange ist. Fast bei jeder Badetemperatur
 kamen Badezeiten vor, die nur das Treiben eines Teiles ihrer
 T?rionen hervorriefen. Es erscheint nun die Frage, wie man in
 solchen F?llen verfahren muss, ob man f?r eine minimale Bade-
 dauer nur solche in Betracht ziehen kann, die alle T?rionen zur
 Keimung gebracht hat? Wir haben es jedoch f?r zweckm?ssiger
 gehalten schon eine solche Badedauerals
 minimal (Minimum der optimalen Bade-
 dauer) zu betrachten, die mindestens
 70% von T?rionen zum Treiben anregt.
 Nat?rlich sind die verschiedenen Bade-
 zeiten, wenn in einem Falle 70?/ovon
 T?rionen zu keimen begannen, in ande-
 rem 80?/o, im dritten 90?/ ou. s. w., nicht
 ganz gleichwertig, jedoch sind wir ?ber-
 zeugt, dass der Fehler, den wir dadurch
 veranlassen, kleiner ist, als wenn wir
 nur solche B?der als minimal lang
 betrachtet h?tten, die alle 100?/ o zur
 Keimung bringen.
 Fig. 2.
 BezeichnungderBadezeit:O=unterschwellig,?optimal,?z.T. sch?digend.
 89
Wenn wir uns jetzt dem 3., rechten Teile der Kurve zu-
 wenden, der den h?heren Temperaturgraden von 50?100? C
 entspricht, so sehen wir dasselbe Bild, wie im Versuche 11, n?m-
 lich die Kurve ist in diesem Teile im ganzen gebogen, mit jedem
 Temperaturgrad bekommt sie einen mehr und mehr horizontalen
 Verlauf, und endlich geht sie parallel der Abscissenachse. Eine
 Erkl?rung dieser Erscheinung haben wir schon in den Bespre-
 chungen des vorherigen Versuches zu geben versucht. Gewisse
 Hinweise zu Gunsten der dort entwickelten Anschauung gibt,
 wie es uns scheint auch die Vergleichung der minimalen Bade-
 zeiten derselben Temperaturen in den Versuchen 11 und 12.
 Versuch 12 ist mit den T?rionen angestellt, die am 17. Oktober
 Versuch 11 mit solchen, die am 12. September eingesammelt
 wurden. Mehr als einen Monat l?nger waren also die T?rionen
 des Versuches 12 der Einwirkung der K?lte ausgesetzt. Die
 K?lte aber, wie es schon fr?her erw?hnt wurde, f?rdert bei den
 T?rionen von Stratiotes einen rascheren Ablauf der Ruhe-
 periode, darum auch brauchte man im Versuche 12. im allge-
 meinen zum Hervorrufen des Fr?htreibens eine bedeutendk?rzere
 Zeit zum Baden, als in dem Versuch 11. Bei den B?dern von
 37,5, 40 und 42,5? erwies sich die f?r das Fr?htreiben unent-
 behrliche Badedauer 3?4 mal k?rzer, bei den B?dern von
 45, 47,5 und 50? 2 mal k?rzer, bei den B?dern von 52,5
 und 55? C nur mehr U/a mal k?rzer, als in dem Versuche 11.
 Beginnend mit ungef?hr 60? ist aber bez?glich der minimalen
 Badezeit fast kein Unterschied bemerkbar. Diese Beobachtungen
 best?tigen wiederum, dass bei den hohen Badetemperaturen auf
 die tats?chliche Einwirkung der Badetemperatur nur ein geringer
 Teil der unentbehrlichen minimalen Badezeit kommt, der im
 Vergleich mit der Zeit die zum Eindringen der W?rme n?tig
 ist, so kurz ist, dass das Schwinden der Ruheperiode, das sich
 in dem Temperaturbezirke von 45?50? in einer Abnahme der
 minimalen Badezeit auf die H?lfte kund gibt, bei diesen Tempe-
 raturen die minimale Badezeit fast nicht beeinflusst hat. Schon
 fr?her haben wir wiederholt darauf hingewiesen, dass der letzte,
 gegen die Abscissenachse gekr?mmte Abschnitt der Kurve als
 eine unmittelbare Fortsetzung der in diesem Falle dem Tempe-
 raturbezirke 42,5?50? C entsprechenden Geraden betrachtet
 werden muss, und nur infolge der oben erw?hnten Umst?nde
 bleibt seine wahre Natur versteckt.
 Endlich ist hier noch zu bemerken, dass in dem Versuche
 11 bei den h?heren Badetemperaturen die Abweichung von dem
 den mittleren Temperaturen entsprechenden geradlinigen Verlaufe
 der Kurve bei 55? beginnt, wo die minimale Badedauer sich nur
 30 Sekunden lang erwies. In dem Versuche 12beginnt dieseAbwei-
 90
chung sich schon bei 52,5? zu ?ussern, wo man zum Hervorrufen
 d?s Fr?htreibens auch nur 30 Sekunden lang zu baden brauchte.
 Zuletzt wenden wir uns in K?rze dem Umstand zu, dass
 die Kontrollt?rionen in allen Versuchen nur im Fr?hling, am
 meisten im April und Mai zu keimen begannen. Dagegen be-
 ginnen die draussen unter nat?rlichen Bedingungen gebliebenen
 T?rionen, wenn sie im Oktober ins Zimmer gebracht und im
 Lichte aufgestellt werden, vereinzelt schon ihre Bl?tter zu entfalten.
 Im November aber, wenn in Lettland die Gew?sser sich mit
 Eis zu decken beginnen, scheint die freiwillige Ruhe der T?rionen
 von Stratiotes aufgehoben zu sein. Das verschiedene Verhalten
 k?nnte man, wie es schon erw?hnt wurde, vielleicht so erkl?ren,
 dass die bei nat?rtichen Verh?ltnissen gebliebenen T?rionen der
 Einwirkung der K?lte unterliegen, was einen rascheren Ablauf
 der Ruheperiode verursacht hat, dagegen hat auf die bei einer
 gleichm?ssigen Zimmertemperatur gestandenen T?rionen kaum
 irgend ein den Ruhezustand aufhebendes Reiz gewirkt, und nur
 die intensive Fr?hlingsbelichtung unterbricht diesen Starrezustand
 und ruft ein Treiben hervor. Durch die Lichtwirkung im Fr?h-
 ling wird also dasselbe erzielt, was bei nat?rlichen Bedingungen
 im Herbst augenscheinlich durch die K?lte erreicht wurde.
 In schon erw?hnten Versuchen, die einer von uns mit den
 Winterknospen von Hydrocharis morsus ranae ausgef?hrt hatte,
 wurde bei den Kontrollknospen eine ?hnliche Erscheinung beo-
 bachtet. Jedoch erwiesen sich hier die Verh?ltnisse viel ver-
 wickelter. Schon Simon (1928) hat beobachtet, dass das sp?tere
 Austreiben der Dunkelknospen sehr wesentlich durch die H?he
 der Temperatur, der sie in der letzten Zeit vor Beginn der Be-
 lichtung ausgesetzt waren, beeinflusst wird, w?hrend von den bei
 10? C aufbewahrten Knospen in einem Versuche 70% auskeimten,
 liessen von den bei 21? C gehaltenen nur ganz vereinzelte einen
 Keimungsbeginn erkennen (S. 157). Weiterhin hat er beobachtet,
 dass Lichtmengen, welche knapp unter dem Schwellenwert liegen
 und deshalb ein Austreiben der Knospen nicht herbeif?hren
 k?nnen, die Reaktionsf?higkeit dieser doch in sehr auffallender
 Weise beeinflussen.) Die so behandelten Knospen vermochten
 n?mlich bei erneuter Belichtung selbst bei Darbietung h?herer
 Lichtmengen, als in der betreffenden Jahreszeit zur Keimung
 erforderlich w?ren, nicht zu keimen (S. 201). Sp?ter (1931) hat
 Simon diese Erscheinung einer ausf?hrlicheren Uutersuchung
 unterworfen und unter Anderem gefunden, dass die erw?hnte
 Abstumpfung der Lichtempfindlichkeit der Knospen mehrere
 Monate anh?lt. Auch Matsubara hat beobachtet, dass die
 Kontrollknospen von Hydrocharis, welche w?hrend der Ruhe-
 91
zeit am Licht und bei einer Temperatur von 15?20? C im Ge-
 w?chshaus gestanden hatten, lichthart geworden waren und bis
 Anfang Februar nicht auskeimten. Dagegen waren die Knospen,
 die genau so hell, aber meist bei weniger als 5? C den Winter
 ?ber gehalten wurden, keineswegs lichthart geworden. Diese
 Knospen, Anfang Februar ins Warmhaus gebracht, waren schon
 nach 14 Tagen bis auf einige wenige gekeimt (1931, S. 704 f).
 Wenn auch die T?rionen von Stratiotes aloides, im Ver-
 gleich mit den Winterknospen von Hydrocharis, viel geringere
 Lichtmengen zum Auskeimen verlangen und bei gewissen Bade-
 temperatur gen?gend lang gebadete T?rionen zum Teil auch im
 Dunklen zu keimen imstande sind, selbst einzelne unbehandelte
 Knospen auch im Dunklen auskeimen, so k?nnte doch vermutet wer-
 den dass auch hier bei Stratiotes das sp?te Austreiben der im
 Lichte bei Zimmertemperatur gehaltenen Kontrollknospen z. T.
 durch eine Abstumpfung ihrer Lichtempfindlichkeit durch unter-
 schwellige Belichtung bedingt sein konnte. Um diese M?glich-
 keit zu pr?fen, wurden einige Parallelversuche gemacht mit
 T?rionen die am 19. September 1933 eingesammelt wurden und
 z. T. im Dunklen, z. T. im Lichte bei Zimmertemperatur auf-
 bewahrt wurden.
 Der erste von diesen Versuchen wurde am 5. November 1933,
 der andere am 1. M?rz 1934 angestellt. Die Versuchsergebnisse
 sind in der Tabelle 10 zusammengestellt. Wie aus dieser zu
 entnehmen ist, kann hier bei den T?rionen von Stratiotes aloides
 von einer Abstumpfung der Lichtempfindlichkeit kaum die Rede
 sein. F?r eine endg?ltige L?sung dieser Frage w?re jedoch
 eine umfangreichere Versuchsanstellung erw?nscht.
 R?ckblick.
 Im Gegensatz zu den in der Literatur vorhandenenAngaben,
 dass die T?rionen von Stratiotes aloides keine echten T?rionen
 sind, dass sie meist noch auf der Mutterpflanze zur Auskeimung
 gelangen, kamen wir auf Grund von Beobachtungen bei einigen
 Tausenden Pflanzen zur Ansicht, dass bei Stratiotes aloides zwei-
 erlei Knospen vorhanden sind. Die einen mit verh?ltnismassig
 langen dicken Stielen, ziemlich gross, locker gebaut und hellgr?n;
 diese keimen tats?chlich immer im Zusammenhange mit der Mut-
 terpflanze aus und haben die Bedeutung von Ausl?ufern, in dem
 sie aus der Basis der Blattrosette auf einem langen Stiel heraus-
 geschoben werden. Selbst im Herbste waren diese Knospen in
 verschiedenen Stadien der Entfaltung auf der Mutterpflanze zu
 finden. Die Bildung einer Trennungsschicht an der Basis dieser
 Knospen, zum mindesten in den fr?heren Entwicklungsstadien,
 wurde nicht beobachtet.
 92
Tabelle
 10.
 Licht
 -
 T?rionen
 Dunkel
 T?rionen
 Unbe-
 45?
 Unbe-
 45?
 handelte
 handelte
 ro?
 l
 m
 2,5
 m
 5
 m
 10
 m
 20
 m
 30
 m
 ronen
 l
 m
 2,5
 m
 5
 m
 10
 m
 20
 m
 3Q
 m
 Anzahl
 der
 am
 5.
 XI.
 1933
 gebadeten
 T?-
 rionen
 10
 5
 5
 15
 5
 5
 5
 10
 5
 5
 15
 15
 15
 5
 Anzahl
 der
 zum
 5.
 XII.
 1933
 gekeimten
 T?rionen
 0
 0
 0
 (2)
 2
 5
 5
 0
 0
 0
 (4)
 7
 +
 (3)
 15
 5
 Anzahl
 der
 am
 1.
 111.
 1934
 gebadeten
 T?rionen
 6
 6
 6
 6
 6
 6
 10
 5
 5
 5
 5
 5
 Anzahl
 der
 zum
 1.
 IV.
 1934
 gekeimten
 T?rionen
 000336
 0
 0
 0
 3
 4
 5
 -
 Die
 in
 Klammern
 gestellten
 Zahlen
 weisen
 darauf
 hin,
 das
 die
 entsprechende
 Anzahl
 der
 T?rionen
 wohl
 mit
 der
 Keimung
 begann,
 aber
 93
Die anderen Knospen sind fast sitzend oder kurzgestielt
 (ihre Stielchen sind weiss und ?usserst minuti?s), verh?ltnis-
 massig kompakt, nach oben deutlich zugespitzt und im reifen
 Zustande dunkelbraun. Ihre Auskeimung auf der Mutterpflanze
 wurde im Herbste nur ausnahmsweise und auch im Fr?hling
 nur sehr selten beobachtet, und auch in diesen F?llen war der Zu-
 sammenhang zwischen den Knospen und der Mutterpflanze ein
 so lockerer, dass die Knospen schon bei leichter Ber?hrung ab-
 brachen. Schon im Herbste war an der Basis dieser Knospen
 eine deutlich merkbare Trennungsschicht ausgebildet und infol-
 gedessen wurden auf den im Sp?therbste aus dem Wasser heraus-
 gezogenen Mutterpflanzen nur noch wenige von diesen Knospen
 in unmittelbarem Zusammenhange mit ihnen gefunden, meistens
 aber waren sie schon von den Stielchen abgestossen und schwam-
 men entweder frei herum, oder sassen noch zwischen den Blatt-
 scheiden. Im Fr?hling konnte man diese Knospen nur in selte-
 nen F?llen noch an der Mutterachse finden, der allergr?sste Teil
 aber schwamm frei herum und war dabei meistens ungekeimt.
 Nach unserer ?berzeugung m?ssen diese, die sich
 losl?senden Knospen, als echte T?rionen betrachtet werden.
 W?hrend die erste Gruppe von Knospen der Pflanze zur Aus-
 l?uferbildung und dadurch zur Bildung einer Decke zum ?ber-
 ziehen der die Mutterpflanze umgebenden Wasserfl?che dienen,
 ist die zweite, aus echten T?rionen bestehende, wegen ihrer freien
 Beweglichkeit und geringen Gr?sse, ?hnlich dem Samen, mehr
 zur Eroberung neuer Standorte bestimmt. Durch das Fr?hlings-
 hochwasser, zum Teil auch schon durch die ?berschwemmun-
 gen im Herbste, k?nnen sie leicht in neue Gegenden verschleppt
 werden,wo f?r ihre Entwicklung g?nstige Bedingungen herrschen.
 Wie die schon fr?her hier angef?hrten Versuche mit diesen
 echten T?rionen von Stratiotes aloides zeigten, besitzen sie eine
 deutlich ausgepr?gte Ruheperiode. Schon Anfag August gesam-
 melte T?rionen, solange sie keiner Fr?htreibbehandlung unter-
 worfen wurden, blieben im Zimmer an einem Fenster bis zum
 Fr?hling ungekeimt. Am tiefsten scheint der Ruhezustand der
 T?rionen in der ersten H?lfte des Septembers zu sein. Infolge
 der Einwirkung der herbstlichen K?lte wird es jedoch beginnend
 mit Ende September immer leichter die Ruhe der T?rionen durch
 k?nstliche Eingriffe (Warm-Heissbad) zu unterbrechen. Es scheint,
 dass zu der Zeit, wenn die Gew?sser sich mit Eis zu bedecken
 beginnen, sie schon zu Ende gekommen ist.
 Der Ruhezustand der T?rionen von Stratiotes aloides in sei-
 nen verschiedenen Stadien konnte durch B?der von verschiede-
 nen Temperaturen aufgehoben werden, wobei die T?rionen ver-
 h?ltnismassig bald und eindeutig reagierten. Ebenso wie bei
 94
Hydrocharis ? T?rionen gelang es auch hier nicht ein Fr?htrei-
 ben durch ein 30-gr?diges Wasserbad hervorzurufen, selbst 30
 Tage hindurch gebadete T?rionen blieben ungekeimt. Es wur-
 den dabei auch keine Sch?digungen beobachtet. Dieser Um-
 stand scheint die schon von Weber (1922), O. Richter
 (1922), Gassner (1926) und anderen ge?usserten Gedanken,
 dass die fr?htreibende Wirkung sich in irgendwelchem Zusam-
 menhange mit Sch?digungen befindet, neuerdings zu best?tigen.
 Die Tatsache dass hier bei den Wasserpflanzen es nicht gelingt
 ein Fr?htreiben durch solche Badetemperaturen hervorzurufen,
 die bei den Knospen der Holzgew?chse gew?hnlich schon nach
 unvergleichbar k?rzerer Einwirkung ein Austreiben bedingen,
 wie auch die erfolglosen Versuche die fr?htreibende Wirkung
 der Wasserb?der von diesen Temperaturen durch ein entspre-
 chendes Trockenbad zu ersetzen (M oli s c h 1909 und Bo-
 resch 1924), weiter die Versuche Boresch's, in welchen es
 gelang das Warmwasserbad in ihrer fr?treibenden Wirkung durch
 eine entsprechend temperierte verd?nnte Luft zu ersetzen (1924,
 S. 323), die Beobachtungen Weber's dass ein Aufenthalt in
 Stickstoff-, Kohlens?ure oder Wasserstoffatmosph?re auf die Ruhe-
 periode der Knospen zerst?rend wirkt (1916, S. 202) und end-
 lich die Versuche, in welchen es sich erwies, dass die fr?htrei-
 bende Wirkung eines Warmbades durch Zuf?hrung von Sauer-
 stoff w?hrend des Bades ausgeschaltet werden kann, (B o r e s c h
 1928, S. 181) ? lassen vermuten, dass bei Holzgew?chsen bei
 niedrigeren Badetemperaturen die Anregung des Treibens wohl
 haupts?chlich der anaeroben Atmung zukommen k?nnte (W e-
 ber 1916, Boresch 1924, 1926 und 1928). In gewissem
 Masse f?hren uns zu solchen Ansichten auch die kleinen Tem-
 peraturkoeffizienten in dem Bereiche der niedrigeren Tempera-
 turen, die einer von uns bei einigen Holzgew?chsen, nach noch
 nicht publizierten Versuchen, ?ber die Fr?htreibwirkung ver-
 schieden temperierter Wasserb?der, beobachten konnte und die
 auf eine chemische Natur der Wirkungen dieser B?der hinweisen.
 Die Wasserpflanzen, wie schon fr?her einer von uns darauf
 hingewiesen hat, haben ihre Atmungsvorg?nge dem Wasser, ei-
 nem Medium, das schon normalerweise weniger Sauerstoff ent-
 h?lt als die Luft, angepasst; darum tritt auch die anaerobe At-
 mung hier vermutlich nicht so bald ein als bei den in warmes
 Wasser eingetauchten Luft-Pflanzen. Ausserdem muss noch be-
 merkt werden, dass die Stratiotes-Turionen, deren ?ussere Teile
 reich an Chloroplasten sind, im hellen Zimmer gebadet wur-
 den und darum, mindestens im Tageslicht, f?r ihre Atmungs-
 vorg?nge den bei der C02 Assimilation abgespaltenen Sauer-
 stoff ausnutzen konnten.
 95
Wasserb?der von 35?Cund h?her bis selbst 100? C erwie-
 sen sich f?hig den Ruhezustand der Stratiotes T?rionen aufzu-
 heben. Hier wurde ebenso wie bei Hydrocharis beobachtet, dass
 je h?her die Temperatur des Bades war, man desto k?rzere
 Zeit zu baden brauchte, um das Treiben hervorzurufen. W?h-
 rend bei Hydrocharis die Beobachtungen nur einen zweitgradi-
 gen Temperaturintervall umfassten (von 43?55?C), sind sie hier
 bei Stratiotes viel weiter ausgedehnt worden, sie umfassen einen
 Temperaturbezirk von 65 Graden (von 35?100?C). Bei T?rio-
 nen von Hydrocharis morsus ranae wurde zwischen der Bade-
 temperatur und Dauer folgender Zusammenhang festgestellt:
 ?wenn die Badetemperaturen in arithmetischer Progression wach-
 sen, sinkt die f?r die Erzielung eines Fr?htreibens unentbehr-
 liche minimaleBadedauerann?herndin geometrischer Progression".
 Im allgemeinen konnte man auch hier eine ?hnliches Bild er-
 halten, jedoch nicht ein so regul?res, nicht ein so gleichartiges.
 Am raschesten erfolgte das Sinken der minimalen Badedauer
 mit den steigenden Temperaturen in dem Bezirke von 35?45?
 (oder in einem anderen Versuche von 37,5?42,5?). Hier wurde
 QlO = 672 und 725,67, ji= 126500 und 128000 festgestellt. Das
 Tempo der Abnahme der minimalen Badedauer war in dem gan-
 zen Bezirke ein ungef?hr gleichm?ssiges (erfolgte in einer geo-
 metrischen Progression). Weiter bei 42?45?C wurde ein
 Knick festgestellt, weiter aber erfolgte dann die Abnahme der
 minimalen Badezeit mit dem Steigen der Badetemperaturen bis
 50?52,5? zwar wieder gleichm?ssig (in geometrischer Progres-
 sion), jedoch in einem schon langsameren Tempo, als in dem
 vorherigen Bezirke (QlO= 54,29 und \i = 79500). Dieser Tem-
 peraturintervall entspricht demjenigen, welcher bei Hydrocharis
 verfolgt wurde. Der dort festgestellte Qio =58 ist sehr nah
 dem hier gefundenen.
 Der Knick im Tempo der Abnahme der minimalen Bade-
 dauer mit dem Steigen der Badetemperaturen ist vorl?ufig schwer
 zu erkl?ren. Vor allem m?ssten genauer, als es uns in diesen
 Versuchen f?r die niedrigeren Temperaturgrade m?glich war,
 die minimalen Badezeiten festgestellt werden und zwar in dem
 kritischen Bereiche, dabei am besten f?r jeden Temperaturgrad,
 um zu sehen, wo n?mlich der ?bergang stattfindet, und ob er
 ein schroffer oder ein allm?hlicher ist. Ebenso m?sste durch
 n?here Analyse untersucht werden, wodurch die fr?htreibende
 Wirkung der B?der von 35?45? von denjenigen von 45?52,5?
 sich unterscheidet.
 Einstweilen k?nnte man sich vielleicht den Unterschied so
 zu erkl?ren versuchen: Wenn die T?rionen stundenlang gebadet
 werden, werden sie vollst?ndig durchw?rmt und die inneren
 96
weniger differenzierten Teile des Turio ?hnlich den ?usseren
 peripherischen dauernd der Einwirkung der Badetemperatur unter-
 worfen. Man k?nnte annehmen, dass in diesen F?llen die
 ersten das Austreiben verursachenden Ver?nderungen durch das
 Bad in den inneren mehr empfindlicheren Teilen des Turio her-
 vorgerufen werden, die dann ihrerseits die ?usseren Turioteile
 zu den f?r die Keimung kennzeichnenden Ver?nderungen an-
 regen. Die ?usseren, weitdifferenzierten und verh?ltnismassig
 weniger empfindlichen Teile des Turio unmittelbar zur Entfaltung
 anzuregen sind diese B?der augenscheinlich nicht imstande. Bei
 den B?dern die ?ber 42,5?45? C temperiert waren, wie die Ver-
 suche zeigten, sind die minimalen Badezeiten sehr kurz, wenige
 Minuten, selbst nur Sekunden lang und es ist klar, dass in einer
 so kurzen Zeit keine Durchw?rmung der T?rionen mehr erfolgt,
 ihre inneren Teile erreichen nicht mehr die Temperatur des
 Bades oder nur auf eine zu kurze Zeit. Die das Treiben be-
 wirkenden Ver?nderungen finden hier prim?r in den peripheri-
 schen Teilen der T?rionen vielleicht schon statt, und die inneren
 Teile des Turio bekommen in diesem Falle den Impuls zur Aus-
 keimung nicht mehr unmittelbar von dem Bade, sondern ver-
 mittels der oberfl?chlichen Teile. Die beobachtete Verschieden-
 heit der thermischen Koeffizienten k?nnte also so zu verstehen
 sein, dass bei niedrigeren Badetemperaturen das Fr?htreiben
 durch die Einwirkung des Bades auf die inneren Teile des Turio,
 bei den h?heren aber auf die oberfl?chlichen hervorgerufen wird.
 ?ber die vermutliche Natur der Protoplastenyer?nderungen, die
 unter der Einwirkung des Bades statt finden, und die f?r das
 Fr?htreiben verantwortlich sein k?nnten, hat einer von uns sich
 schon fr?her ge?ussert.
 Nachdem die Badetemperaturen 50?52,5? ?berschritten ha-
 ben, wird mit weiterem Steigen der Temperatur das Tempo der
 Abnahme der minimalen Badedauer immer langsamer und end-
 lich selbst bei B?dern, deren Temperaturunterschied 10? ist,
 war es schwer irgendwelchen Unterschied zwischen den ihnen
 entsprechenden minimalen Badezeiten zu finden. Freilich waren
 hier diese Badezeiten ausserordentlich kurz, nur I?3 Sekunden
 lang. Die soeben erw?hnte Erscheinung l?sst sich vielleicht
 dadurch erkl?ren, dass gewisse Zeit f?r das Eindringen der
 W?rme in den Turio resp. in den Protoplasten seiner oberfl?ch-
 lichen Zellen erforderlich ist. Bei niedrigeren Badetemperaturen
 ist diese Zeit im Vergleich mit der Badedauer so gering, dass
 man sie vernachl?ssigen kann. Dagegen je k?rzer die Badezeit
 wird, um so gr?sser wird relativ der Teil, der zum Eindringen
 der W?rme n?tig ist, und endlich bei den Temperaturen ?ber
 60?70? scheint es ganz unm?glich zu sein, nach den experi-
 97
mentell gefundenen Badezeiten die wirkliche Einwirkungsdauer
 der entsprechenden Badetemperatur auf den Protoplast zu er-
 kennen, denn der allergr?sste Teil dieser Zeit ist f?r die Ein-
 dringung der W?rme hingegangen, und bei h?heren von ihnen
 ist es selbst m?glich, dass der Protoplast im Laufe der Badezeit
 die Badetemperatur nicht erreicht und w?hrend des Bades sich
 ausserdem die ganze Zeit unter der Einwirkung einer st?ndig anst-
 eigenden Temperatur befindet. Wenn es m?glich w?re, die ober-
 fl?chlichen Protoplasten des Turio augenblicklich der Temperatur
 des Bades zu unterwerfen, so zeigte es sich vielleicht, dass das
 Tempo der Abnahme der minimalen Badezeit mit dem Steigen
 der Temperaturen von 42,5?45? C beginnend weiter hindurch
 ein gleichm?ssiges w?re, in derselben geometrischen Progression
 erfolgte.
 Wenn bei den niedrigeren Badetemperaturen von einem ge-
 wissen Anteil der anaeroben Atmung in dem Hervorrufen des
 Fr?htreibens wohl die Rede sein konnte, so f?llt er bei h?heren
 Temperaturen, wo das Baden nur einige Minuten, selbst nur
 Sekunden dauert, weg und, wie es schon einer von uns fr?her
 erw?hnt hat, l?sst der ungew?hnlich grosse Temperaturkoeffizient
 vermuten, dass das Fr?htreiben sich in einem urs?chlichen Zu-
 sammenhange mit den durch die hohe Temperatur hervorgerufenen
 kolloidalen Ver?nderungen der Protoplasten befindet.
 Wie schon erw?hnt wurde, zeigten die mit Holzgew?chsen
 mit niedrigen (30?37,5? C) Temperaturen ausgef?hrten Versuche,
 dass ein Wasserbad in ihrer fr?htreibenden Wirkung durch ein
 entsprechendes Luftbad nicht ersetzt werden kann, dass die An-
 wesenheit des Wassers w?hrend des Bades unentbehrlich ist.
 W?hrend Molisch (1. c.) der Meinung war, dass Wasser als
 solches unentbehrlich ist, schreibt Bores eh (1. c.) dem Wasser-
 nur als einem sauerstoffarmen Medium, das das Eintreten einer
 anaerober Atmung bef?rdert, eine Bedeutung zu. Schon die
 fr?htreibende Wirkung der sehr kurzen hochtemperierten Wasser-
 b?Jer (55??15 Sek.), die einer von uns bei den T?rionen von
 Hydrocharis festgestellt hatte, hatte einen sicheren Grund zu der
 Vermutung gegeben, dass hier die Temperatur allein fr?htreibend
 zu wirken vermag, denn irgendeine spezifische Wirkung des
 Badewassers oder anaerobe Atmung konnte sich kaum in
 einer so kurzen Zeit abspielen, die Wasseranwesenheit w?hrend
 des Bades ist hierbei also unbeteiligt.
 Die Richtigkeit dieser Annahme haben die mit T?rionen von
 Stratiotes aloides ausgef?hrten Versuche best?tigt. Die in einem
 trockenen d?nnen Gummistoffs?ckehen eingeschlossenen T?rionen
 wurden auf kurze Zeit in Wasser von 50 und 55? C getaucht;
 sie keimten ?hnlich den unmittelbar im Wasser gebadeten bald
 Acta Horti Bot. Univers. Latv. VIII. 7
 98
aus. Nur musste man im S?ckchen ein wenig l?nger baden, da
 zur Erw?rmung desselben einige Zeit erforderlich ist. Auf solche
 Weise, mindestens bei h?heren Temperaturgraden, vermag die
 w?hrend des Bades erh?hte Temperatur allein, ohne gleichzeitige
 Mitwirkung des Wassers, die Ruheperiode der T?rionen zu unter-
 brechen.
 Ergebnisse.
 1. Es wird darauf hingewiesen, dass man bei Stratiotes
 aloides zwei Knospenarten unterscheiden muss: die Knospen von
 Ausl?ufern und echte T?rionen. W?hrend die ersten immer im
 Zusammenhange mit der Mutterflanze auskeimen und sich erst
 sp?ter von dieser abtrennen, l?sen sich dagegen die k?rzstieligen
 T?rionen nach erlangter Reife vermittels einer Trennungsschicht
 von der Mutteraxe und keimen erst nach zur?ckgelegter Ruhe-
 periode aus.
 2. Die Wasserb?der von allen Temperaturen im Bezirke
 von 35?100? C sind imstande das Fr?htreiben der T?rionen
 von Stratiotes aloides hervorzurufen.
 3. Das Tempo der Abnahme der minimalen f?r das Fr?h-
 treiben der T?rionen von Stratiotes aloides unentbehrlichen Bade-
 dauer mit der Erh?hung der Temperatur des Bades ist kein ganz
 gleichmassiges. Am raschesten erfolgt diese Abnahme bei den
 niedrigeren Badetemperaturen, von 35? bis 42,5?45? C. Da die
 Abnahme der minimalen Badezeit in diesem Bezirke eine gleich-
 m?ssige ist (QlO = 672 und 725,67, aber \x= 126500 und 128000,
 so wird angenommen, dass auch die Ursachen des Treibens,
 nach einem Baden bei diesen Temperaturen, die gleichen sind.
 Von ungef?hr 42,5?45? C wird die Abnahme der Badezeit
 mit weiterer Steigerung der Badetemperatur langsamer, jedoch
 bis 50?52,5? C ist der Gang der Abnahme auch hier ein unge-
 f?hr gleichm?ssiger (Q = 54,29, aber \x = 79.500), was zu ver-
 muten l?sst, dass auch bei allen Badetemperaturen, die diesem
 Intervall entsprechen, das Fr?htreiben der T?rionen von Ver?n-
 derungen gleicher Art verursacht wird, wenn auch anderen,
 oder mindestens z. T. andersartigen als bei den niedrigeren Bade-
 temperaturen zu Beginn der Kurve.
 Mit der Erh?hung der Badetemperatur ?ber 50?52,5? C
 wird das Tempo der Abnahme der minimalen Badedauer an-
 dauernd langsamer und endlich ist selbst bei den B?dern, deren
 Temperaturen durch 10? C von einander differieren, kein Unter-
 schied mehr zwischen den ihnen entsprechenden Badezeiten zu
 beobachten. Die Erscheinung wird dadurch erkl?rt, dass mit
 der Abnahme der minimalen Badezeit bis auf wenige Sekunden
 nur noch ein geringer Teil von der experimentell gefundenen
 99
Badezeit auf die wirkliche Einwirkung der Badetemperatur f?llt,
 dagegen der allergr?sste Teil der Badezeit zur W?rmeleitung,
 zur Erw?rmung, wenn auch nur der oberfl?chlichen Zellschichten,
 bis auf die Temperatur des Bades hingeht, und bei den B?dern,
 die nur I?2 Sekunden lang andauern wird es fraglich, ob ?be-
 rall sogar die oberfl?chlichen Zellen bis auf die Temperatur des
 Bades erw?rmt werden. W?rden nicht diese st?renden Neben-
 umst?nde sein, so w?rde vielleicht mit der Erh?hung der Bade-
 temperatur ?ber 50?52,5? C die Abnahme der minimalen Badezeit
 demselben Tempo folgen, wie im Bezirke von 42,5?45? bis
 50-52,5? C.
 4. Bei dem Fr?htreiben der T?rionen von Stratiotes aloides
 durch die Heisswasserb?der kommt die Hauptrolle der w?hrend
 des Bades vor?bergehend erh?ten Temperatur zu, das Badewasser
 dagegen ist ein entbehrlicher Faktor, denn einer trockenen Hitze
 von 50 und 55? C unterworfene T?rionen keimten ebensogut,
 wie die im Wasser von entsprechenden Temperaturen gebadeten.
 Riga, Oktober 1934.
 Institut f?r Pflazenphysiologie und
 Anatomie der Universit?t.
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 101
P?t?jumi par 35?100? C ?dens pel?u
 agrdzin?ju iedarb?bu Stratiotes aloides L
 turionos.
 Auseklis un Benita Ve?i.
 1. Stratiotes aloides augiem noteikti j?iz??ir div?j?da veida
 pumpuri: st?gu pumpuri un ziemas pumpuri -turioni. Pirmie
 izplaukst uz m?tes auga un labu laiku ar? p?c plauk?anas
 paliek sakaros ar to un pat ruden? atrodami da??d?s plauk?anas
 stadij?s, bet otri, nobriedu?i, parasti ar ?pa?u no??ir?ju k?rtu no-
 rais?s no m?tes auga, k??st piln?gi patst?v?gi un plaukst tikai
 p?c miera perioda izbeig?an?s, neatrodoties vairs nek?dos saka-
 ros ar m?tes augu.
 2. Stratiotes aloides turionu agrdz??anai noder visu tempe-
 r?t?ru, robe??s no 35?100? C, ?dens peldes, tikai peldes ilgu-
 mam j?b?t attiec?gi pieska?otam.
 3. Stratiotes aloides turionu agrdz??anai nepiecie?am? mini-
 m?l? peldes ilguma samazin??an?s temps, peldes temperat?rai
 k?pjot, nav viscaur vien?ds. Visstrauj?ks tas izr?d?j?s zem?k?m
 peldes temperat?r?m no 35 l?dz 42,5?45? C. T? k? peldes ilguma
 samazin??an?s gaita ?ais robe??s pusl?dz vienm?r?ga (Q
 lO
 = 672
 un 725,67, bet \i= 126.500 un 128.000), ir pamats dom?t, ka
 agrplauk?anas c?lo?i p?c ?o temperat?ru peld?m ir tie pa?i. No
 apm. 42,5?45? C peldes ilguma samazin??an?s gaita k??st gau-
 s?ka, tom?r l?dz 50?52,5? Ct? ir pusl?dz vienm?r?ga (QlO = 54,29
 un [i = 79.500), kas liek dom?t, ka vis? ?ai temperat?ru inter-
 vall? agrplauk?anu ievada l?dz?ga rakstura p?rv?rt?bas, tom?r, k?
 stipri at??ir?gais temperat?ras koeficients liek dom?t, cit?das
 vai vismaz pa da?ai cit?d?kas nek? zem?ko temperat?ru inter-
 vals.
 Peldes temperat?rai pieaugot t?l?k virs 50?52,5? C, agrdz?-
 ?anai nepiecie?am? minim?l? peldes ilguma t?l?k?s samazin??an?s
 gaita k??st arvien gaus?ka, l?dz beidzot pat starp peld?m, kuru
 temperat?ras at??iras par veseliem 10? C, gr?ti n?kas v?rot k?du
 starp?bu agrdz??anai nepiecie?amo peldes ilgumu zi??. ?o par?-
 d?bu izskaidro t?, ka peldes ilgumam k??stot p?rliec?gi ?sam,
 tikai nedaudzas sekundes ilgam, vairs tikai neliela da?a no eks-
 periment?li atrast? agrdz??anai nepiecie?am? peldes ilguma kr?t
 tie?i uz peldes temperat?ras iedarb?bu, kam?r liel? da?a no
 peldes ilguma aiziet siltuma vad??anai, turiona, kaut ar? tikai t?
virs?jo ??nu sl??u, sasil?anai. Jo ?s?ks agrdz??anai nepiecie?a-
 mais peldes laiks, jo niec?g?ks k??st tas laika spr?dis, kas kr?t
 tie?i uz peldes temperat?ras iedarb?bu un tikai I?2 sekundes
 ilgas peld?s pat j??aub?s, vai pat virs?jie ??nu sl??i maz pasp?j
 sasilt l?dz peldes temperat?rai, k?p?c augst?k?s peldes tempe-
 rat?r?s liekas piln?gi neiesp?jami p?c eksperiment?li atrastiem
 peldes ilgumiem spriest par peldes temperat?ras iedarb?bas il-
 gumu. Ja neb?tu ?o trauc?t?ju blakus apst?k?u, un turionus
 uzreiz ? moment?ni, var?tu pak?aut peldes temperat?ras iedarb?-
 b?bai, tad agrdz??anai nepiecie?am? peldes ilguma samazin??an?s
 gaita, peldes temperat?rai pieaugot virs 50?52,5 C, dom?jams,
 b?tu t?da pati, ka intervall? no 42?45,5? C l?dz 50?52,5? C.
 4. Stratiotes aloides turionu agrdz??an? ar karsta ?dens
 peld?m noteico?? loma piekr?t pa peldes laiku paaugstin?tai
 , temperat?rai, kam?r peldes ?dens kl?tb?tne piecie?ama, jo attiec?gu
 laika spr?di sausum? 50 un 55? C temperat?r? tur?tie turioni
 plauka l?dz?gi ?den? peldin?tiem.
 103
Fertilization of Oospheres by Planogametes
 in Saprolegniaceae.
 Preliminary Note.
 By Arv. Apinis.
 In the summer of. 1929 some soil samples were taken for
 the purpose of cultivating the soil fungi. Two of them were
 from the soil under Sphagnum and Dicranum in a boggy pine
 forest in the neighbourhood of Riga (Bi?ernieku me?s and
 Jugla). From these samples in a pure culture I succeeded in
 isolating a certain fungus of the Saprolegniaceae family, which
 I described as a new species Saprolegnia latvica Apinis
 1).
 Lund'2) has also isolated it from Sphagnum bog peat in Den-
 mark.
 While I was examining the fungus the usual antheridia on
 the side-branches could not be detected, and this was the reason
 why I concluded that the oospheres develop parthenOgenetically,
 without fertilization, as occurs with several other Saprolegnia
 species.
 It was noticed that there was very little protoplasm in the
 hyphae towards the end of the development, that they were practi-
 cally empty, although no gemmae had been observed. Another
 peculiarity seemed to be established in the fact that the pits of
 the oogonium wall not seldom had holes, but, while oospheres
 were developing in the oogonium, there were also noticed
 certain changes in the protoplasm of the nearest hyphae. Later,
 looking for the reason of these changes, it was discovered that
 in the hyphae were formed small (3?s[x) motile
 cells, which through the pits entered the
 oogonium and fertilized the oospheres.
 The thallus of the fungus is filamentous (the hyphae are
 generally 5?20 jx thick, seldom 30 \x thick), non-septate as
 in the other representatives of this family. Septae are formed
 wherever reproductive organs are developed: sporangia, oogonia
 J ) Arv. Apinis, Untersuchungen ?ber die in Lettland gefundenen
 Saprolegniaceen etc. Acta Horti Botanici Univ. Latviensis IV, 1929.
 2
 ) Aage Lund, Studies on Danish Freshwater Phycomycetes etc.
 Memoires de l'Acad?mie Royale des Sciences et des Lettres de D?nemark, Co-
 penhaque. 9me s?rie, t. IV, No 1, 1934.
and partially antheridia as well. Near the hemp-seed substra-
 tum in water the hyphae sometimes show irregular constrictions
 where plugs of cellulin often separate one part of the hypha from
 the other (pseudo-septa). This fact, typical of the Lepto-
 mitaceae, is however, exceptional in this case. In hyphae
 which have grown in liquids much protoplasm is found in the ends.
 The protoplasm has here no inclusions, while in other parts of the
 hyphae it has different kinds of inclusions, especially near to
 the substratum. Not seldom the protoplasm of the hyphae is vacuol-
 ated, generally at the time of oogonia development, and re-
 sembles sometimes exactly the contents of vacuolated hyphae of
 Monoblepharis.
 At the ends of the hyphae as well as on the sidebranches
 are found sporangia, which (as in other species of Saprolegnia)
 are often proliferated. Zoospores 6?lo ja with 2 cilia.
 The zoospores not seldom encyst in the sporangia; afterwards
 leaving their membrane in the sporangium, they swim away
 with 2 lateral cilia, or sprout. While in the oogonium oospheres
 are being formed the encysted zoospores swell; a larger
 vacuole appears and develops into an antheridium, forming
 4 smaller cells, which may be considered as acting like
 gametes. Near an unfertilized oogonium sometimes the division
 of zoospores was observed (see fig. 10c).
 The development of the oogonium has a course similar to-
 that of other Saprolegnia species (fig. I?6). Generally at the
 end of the hypha an extension appears, where a brown coloured
 protoplasm rich in reserve substances accumulates. This exten-
 sion increases to its utmost limit and develops the charac-
 teristic papilla-like outgrowths. Then in the central part of the
 oogonium appears a large vacuole and the protoplasm at the peri-
 phery divides into oospheres. These are at the beginning
 somewhat of an oval shape with a thin membrane and with
 contents of a brown colour.
 At the time of development of the oospheres there occur in the
 remaining part of the thallus changes, which, perhaps, are' due to
 some chemical influence of the oogonium. In the hyphae then the
 protoplasm vacuolates andbecomes freeof the grains or drop-shaped
 inclusions. The homogeneous plasma accumulates in the hyphae
 in greater or smaller portions, which are separated by vacuoles,
 as well as cellulin pieces or other inclusions. The hyphae form
 also different kinds of outgrowths of a smaller size, little side-
 branches, where the protoplasm is accumulating. Such formations
 not seldom vividly resemble the antheridia of Monoblepharis.
 In the plasma of the antheridium afterwards often a vacuole
 appears and then its contents divide into small (3?7{i, usually
 105
3?sjx) oval-shaped, uniciliate cells ? gametes, which by means
 of ciliary motion emerge from the antheridium through shorter
 or longer outgrowths. Where there are bigger portions of homo-
 geneous plasma in the hyphae and antheridia there appears a
 greater number of these small hyaline gametes, but of the smaller
 portions of protoplasm as well as of the encysted one-nuclear zoo-
 spores usually only four gametes are formed.. In cases when the
 portions of protoplasm contain different inclusions, net-like ga-
 metangia are formed, which resemble "net-sporangia". Often also
 hypogenous antheridia are formed below the oogonia. The ga-
 metes become released from them by way of side outgrowths or
 penetrate directly through the membrane of the oogonium stalk
 into the oogonium. The latter case may be observed in agar
 plate cultures. Also the zoospores, which swim about near the
 oogonia divide while forming gametes. In exceptional cases it
 was observed that encysted zoospores acted like pseudo-anthe-
 ridia: they germinated near the oogonium and the germ tubes
 entered the oogonium through the pit. It is difficult to say
 whether the smaller biciliate zoospores can fertilize the oospheres,
 because it is impossible in all cases to find out which is a
 small zoospore and which a larger gamete. The small zoospo-
 res, which, perhaps, originate from the division of the greater
 ones, have often one cilium longer than the other, and their size
 is from 5?7 jx. The gametes penetrate through the pits into the
 oogonium, where they fuse with the oospheres (fig. 9, 10, 11
 and 12). The fertilized oosphere develops a thicker outer
 membrane and its contents assume the peculiar structure of
 that of oospores. After one month on agar culture the oospore
 germinates and forms the mycelium (see fig. 13-b).
 The thallus of the fungus,when the favourable conditions of
 vegetative growth come to an end, shows a strong tendency to
 form throughout its length organs of sexual reproduction. This
 peculiarity (holocarpia) indicates a relationship with the lower
 fungi. The sexual reproduction of our fungus resembles very much
 that of Monoblepharis, because here also the fertilization takes
 place by means of motile uniciliate gametes. In Monoblepharis
 insignis and M. fasciculata Thaxter
 3) has observed bicilious
 zoospores, although the gametes were here with one cilium; this
 fact however stresses the relationship the more. On the other
 hand the organs of asexual and sexual reproduction of the fun-
 gus (sporangia and oogonia) are morphologically identical with
 those of Saprolegnia. Nevertheless, as the fertilization of oospheres
 takes place by means of planogametes, which hitherto had
 3
 ) Sparrow, F. K. The Monoblepharidales
 ? Annals of Botany, Vol.
 XLVIIi 1933.
 106
not been observed in this genus, I consider it necessary to
 establish for the fungus a new genus Archilegnia.
 1
 )
 Archilegnia n. gen. differs from Saprolegnia in the fertiliza-
 tion of oospheres by motile gametes. Although in the Sapro-
 legniaceae such a kind of sexual reproduction is unknown in ge-
 neral, the organs of sexual and asexual reproduction in this fungus
 and the other members of the family are so much alike that the
 genus may justifiably remain in this family. I only suggest
 the separation of a new Archilegnieae subfamily, where the
 sexual (oogonia) and asexual (sporangia) reproductive organs are
 like those of the Saprolegnieae subfamily, but the fertiliza-
 tion is similar to that of the Monoblepharidaceae.
 Though the cytological researches are not yet concluded,
 I should like to say that considering the formation of gametes,
 the germination of oospores and other facts, the develop-
 ment of Archilegnia latvica n. comb, does not conform to the
 conception at present held of the Oomycetes life cycle
 (haploid thallus with a zygotical reduction). The peculiar deve-
 lopment of our fungus is to be understood only if its thallus
 be considered a diploid one with the reductive division in the
 gametangia.
 Oosf?ru apaug?o?ana ar planogamet?m
 Saprolegniaceae dzimt?.
 lepriek??js zi?ojums: izvilkums no ref. 7. dec. 1934. Latv. Biolo?ijas b-ba.
 Arv. Apinis.
 1929. gada vasar? tika ?emti augsnes s??u kult?r?m divi
 paraugi purvain? prie?u me?? zem Sphagnum un Dicranum se-
 gas R?gas tuvum? (Bi?ernieku me?? un pie Juglas). No iev?k-
 tiem paraugiem izdev?s izol?t t?rkult?r?s k?du saprolegni?ceju,
 ko aprakst?ju k? jaunu sugu ? Saprolegnia latvica Apinis
 (Acta Horti Bot. Univ. Latv. Vol. IV, 211. 1. p. 1929). Ar?
 Lund's (1934) D?nij? s?ni izol?jis no Sphagnum purvu k?dras.
 Aprakstot s?ni, netika atrasti parastie anteridiji uz s?n-
 zariem, k?f)?c pie??mu, ka oosf?ras att?st?s parteno?enetiski, t. i.
 bez apaug?o?an?s k? pie da??m cit?m Saprolegnia sug?m. At-
 t?st?bai nosl?dzoties bie?i iev?roju, ka hifos maz plasmas, lai gan
 ar? iztur?bas stadijas (gemmas) neatt?st?s. ?patn?js apst?klis bija
 ar? tas, ka oogona siena burbi?u viet?s bij ne reti ar caurumiem,
 bet oogon? att?stoties oosf?r?m, notika da?as p?rmai?as ar?
 4
 ) Sporangia et oogonia vt in Saprolegnia, gametae masculinae mobiles.
 107
blakus hifu plasm?. V?l?k, mekl?jot t? c?lo?us, noskaidroj?s,
 ka hifos izveidojas liel?k? skait? s?kas (ap
 3?5 ?x) kust ? g a s ??nas, kas akt?vi virzoties no-
 k??st pa burbi??m oogon?, kur kopul? ar
 oo?f?r?m.
 S?nes laponis pavedienveid?gs (hifi parasti 5?20 \i, ret?k
 l?dz 30 jjl resni), bez ???rssien?m, k? citiem dzimtas p?rst?vjiem.
 ???rssienas rodas tur, kur tiek norobe?oti reprodukciju org?ni:
 sporangiji, oogoni un pa da?ai ar? anteridiji. Substr?ta tuvum?
 hifiem da?reiz rodas nek?rtni ie?maugumi, kur tad cellul?na ga-
 bali?i ne reti nodala vienu hifa da?u no otras (ne?stas ???rs-
 sienas). Te, kaut ar? k? atsevi??os iz??muma gad?jumos, par?d?s
 lapon? iez?me, kas sastopama Leptomitaceae dzimt?. ??idrum?
 augo?os hifos plasmas daudz hifu galos un t? te bez iesl?gu-
 miem, kam?r cit?s hifu da??s plasma ar da??diem iesl?gumiem,
 it sevi??i substr?ta tuvum?. Ne reti hifu plasma m?dz b?t va-
 kuoliz?ta oogonu att?st?bas laik?, un da?reiz t? piln?gi atg?dina
 Monoblepharis vakuoliz?to hifu plasmu.
 Hifu galos, k? ar? uz s?nzariem izveidojas sporangiji, kas
 l?dz?gi cit?m Saprolegnia sug?m bie?i m?dz b?t cauraugo?i.
 Zoosporas ar div?m c?lij?m 6?lo jx lielas. Zoosporas ne reti
 iecist?jas sporangijos, p?c tam, pametot apvalku sporangija, aiz-
 peld ar 2 s?nu cilij?m vai ar? d?gst. Laik?, kad izveidojas oos-
 f?ras oogon?, iecist?jusies zoospora uzbriest, rodas liel?ka
 vakuola, un t? itk? p?rv?r?as anteridij?, izveidojot 4 maz?kas
 ??nas, kas, dom?jams, funkcion? k? gametas. Neapaug?ota oogona
 tuvum? da?reiz izdev?s nov?rot ar? zoosporu dal??anos (fig. 10-c).
 Oogona att?st?ba ?r?ji l?dz?ga cit?m Saprolegnia sug?m
 (sk. fig. I?6 tabul?). Parasti hifa gal? rodas papla?in?jums,
 kur sav?cas iebr?na plasma, kas bag?ta ar rezerves viel?m.
 ?is papla?in?jums pieaug, l?dz sasniedz savu d?f?nit?vo lielumu,
 un rodas ar? rakstur?gi papil?s veid?gie izaugumi. P?c tam
 oogona centr?l? da?? rodas liel?ks dobums, un oogona plasma
 perif?rij? saskald?s oosf?r?s. P?d?j?s s?kum? vair?k ov?las, ar
 pl?nu apvalku un iebr?nu saturu.
 Izveidojoties oo?f?r?m, p?r?j? lapon? notiek da?as p?rmai-
 ?as, kas, laikam, st?v sakar? ar k?du ??miskas dabas oogonu
 kairin?jumu. Hifos tad hialin? plasma vakuoliz?jas un atsvabi-
 n?s no graudi?u vai piliena veid?giem iesl?gumiem. Plasma sa
 kr?j?s hifos liel?k?s vai maz?k?s porcij?s, starp kur?m atrodas
 lielas vakuolas, cellulina gabali?i vai citi iesl?gumi. Hifiem iz-
 veidojas ar? dauzi maz?ki izaugumi (nelieli s?nzari), kur sakr?jas
 plasma. T?di veidojumi ne reti stipri atg?din? Monoblepharis
 108
anteridijus. Anteridija plasm? p?c t?m ne reti rodas vakuola un
 t? saturs sadal?s s?k?s ??n?s (gametas), kas akt?vi kustoties ar
 vienu ciliju iziet no anteridija pa ?s?ku vai gar?ku izaugumu.
 Kur hifos un anteridijos ir liel?kas plasmas porcijas, ?o s?ko,
 hialino gametu rodas liels skaits, bet no maz?k?m plasmas por-
 cij?m t?pat k? no iecist?ju?amies vienkodolu zoospor?m, izvei-
 dojas tikai 4 gametas. Gad?jumos, kad plasmas porcija satur
 da??dus iesl?gumus, rodas t?klveida sporangijiem l?dz?gi t?klveida
 gametangiji. Bie?i izveidojas ar? hipogini anteridiji zem oogo-
 niem. Gametas no tiem atbr?vojas pa izaugumu s?nos vai ar?
 tie?i caur oogona ???rssienu nokj?st pa izaugumu t? dobum?.
 P?d?jo gad?jumu bie?i var nov?rot agara platu kult?r?s. Ar? ap-
 k?rtpeldos?s zoosporas oogonu tuvum? dal?s, izveidojot game-
 tas. Da?os iz??muma gad?jumos var nov?rot, ka iecist?jusies
 zoospora funkcion? k? pseidoanteridijs: t? oogona tuvum? d?gst,
 un d?gstobrs ieiet oogon? pa burbi?u. Gametas ir 3 ?7 ?x lielas,
 parasti 3?5 \i un ar vienu ciliju. Vai ar? maz?k?s divciliju
 zoosporas var apaug?ot oosf?ras, gr?ti nosak?ms, jo nav iesp?-
 jams visos gad?jumos konstat?t, kura ir maza zoospora un kura
 liel?k? gameta. Mazaj?m zoospor?m, kas dom?jams bij c?lu??s
 daloties liel?k?m, viena cilija ne reti ir gar?ka, otra ?s?ka ,un to
 lielums ir no 5?7 \i. S?k?s, nedaudz ov?l?s gametas pa burbi-
 ??m iek??st oogon?, kur savienojas ar oo?f?r?m (fig. 9, 10, 11 un
 12). Apaug?ot?m oo?f?r?m rodas biez?ka ?r?j? membr?na, un
 t?s saturs ieg?st ?patn?jo oosporas izskatu. P?c miera st?vok?a
 oosporas d?gst, izveidojot mic?liju (fig. 13 b tabul?)
 S?nes laponis, izbeidzoties labv?l?giem ve?etat?v?s aug?anas
 apst?k?iem, uzr?da diezgan lielu tendenci viss p?rveidoties dzi-
 muma reprodukciju org?nos. ?? ?patn?ba (holokarpija) nor?da
 uz radniec?bu ar zem?k?m s?n?m. Vistuv?k? t? Monoblepharis,
 jo ar? te oosf?ru apaug?o?an?s notiek ar kust?g?m vienciliju ga-
 met?m. Pie Monoblepharis insignis un M. fasciculata Tha x-
 t c r's nov?rojis divciliju zoosporas, lai gan gametas bija te ar
 vienu ciliju, kas v?l jo vair?k pastr?po ?o radniec?bu. No otras
 puses, s?nes bezdzimuma (sporangiji) un dzimuma (oogoni) re-
 produkciju org?ni ir izveidoti k? Saprolegnia ?int?. T? k? te
 oosf?ru apaug?o?ana notiek ar kust?g?m gamet?m, kas nav l?dz
 ?im konstat?ts ?aj? ?int?, atrodu par vajadz?gu s?ni novietot
 jaun? Archilegnia ?int?.
 Archilegnia n. gen. t? tad at??iras no Saprolegnia ar to, ka
 oosf?ru apaug?o?an?s te notiek ar kust?g?m gamet?m.
 Saprolegniacceae dzimt? visp?r nav paz?stams ??ds dzi-
 muma reprodukciju veids, tom?r bezdzimuma un dzimuma
 reprodukciju org?ni s?nei ir tik l?dz?gi, ka lietder?gi ?inti pa-
 109
tur?t ?aj? dzimt?. Lieku te priek?? ?inti izdal?t jaun? Archi-
 l?gnieae apak?dzimt?, kur dzimuma un bezdzimuma repro-
 dukciju org?ni ir k? Saprolegnieae apak?dzimt?, bet
 oosf?ru apaug?o?ana ir l?dz?ga Monoblepharidaceae dzimtai.
 Lai gan citolo?iskie p?t?jumi nav v?l nobeigti, gribu te
 aizr?d?t, ka ?emot v?r? gametu ra?anos, oosporu d?g?anu un
 citus faktus Archilegnia latvica n. comb, att?st?ba nesaskan
 ar pa?reiz pie?emto uzskatu par Oomycetes kodola f??u
 mai?u (haplo?ds laponis ar zigotisku redukciju). ?? ?patn?j?
 oomic?ta att?st?ba ir viegli saprotama, ja t? laponi uzskata par
 diplo?du ar gametisku redukciju.
 Explanations of the table.
 Fig. I?6. Development of the oogonium (fig. 1, 2, 3, 5 and 6 X290; fig.
 4X500, haematox. staining). Fig. 4 ?m theprotoplasm several nuclei;
 the central vacuole not yet formed, but the septum already in for-
 mation. Fig. 5 ? oogonium with central vacuole. Fig. 6 ? oogo-
 nium with fully formed oospheres. Under the oogonium there is a
 lateral outgrowth (a ? antheridium), where homogeneous plasma has
 accumulated and a vacuole is formed.
 Fig. 7. Unfertilized oosphere with one nucleus. X. 812. Gram's staining.
 Fig. 8. The formation of four gametes in an outgrowth (antheridium) of a
 hypha. The exit of the antheridium is marked by a X-
 Fig. 9. Oogonium with unfertilized oospheres. The gametes going through
 the pits into the oogonium. X 500.
 Fig. 10. Oogonium with fertilized oospores. The latter already have a
 thicker wall, and peculiar structure. X 500.
 Fig. 10a ? a gamete has partially entered the oosphere. X 500.
 Fig. 10b ? gamete has already entered the oosphere. X 500.
 Fig. 10c ? bicilious zoospores in division while forming gametes.
 X 812.
 Fig. 11. Oogonium with oospores. The walls of the pits through which the
 gametes have entered the oogonium have sagged. The membranes
 of two upper pits are uninjured. X 500.
 Fig. 12. Oogonium with two unfertilized oospheres. The gamete makes its
 way through the pit into the oogonium. Fig. 12a ? gamete with
 one cilium. X 500.
 Fig. 13a. Fertilized oosphere with two nuclei (Gram's staining). X 500.
 13b ? Oospores germinating in the oogonium and forming hyphae.
 X 290.
 Fig. 14. Young oogonium developing hyphae in a solution rich with nutrient
 substances. X 55.
 Fig. 15. In the oogonium, owing to conditions of the culture, oospheres have
 not been formed. In a case like this by-hypha may grow on the
 oogonium as pseudoantheridia. Also a germinating zoospore in the
 neighbouring sporangium is growing towards the oogonium (the
 zoospore acting here like an pseudo-antheridium). Such an abnormal
 oogonium, does not develop farther, but the net of hyphae is likely
 to reasorb later on the contents of the oogonium. X 290.
 110
Paskaidrojumi tabulai.
 Fig. I?6. Oogona att?st?ba (fig. 1, 2, 3, 5 un 6 X290; fig. 4 X5OO hematoks.
 kr?soj.). Fig. 4 ? oogona plasm? vair?ki kodoli; centr?l? vakuola
 nav v?l izveidota, bet oogona saturs norobe?oj?s no p?r?j? hifa ar
 ???rssienu. Fig. 5 ? oogons ar centr?lu vakuolu. Fig. 6 ? oogons
 ar piln?gi izveidot?m oo?f?r?m. Zem oogona hifam izaugums s?nos
 (a ? anteridijs), kur sav?ku?ies plasma un radusies vakuola.
 Fig. 7. Neapaug?ota oosf?ra ar 1 kodolu. X 812. Grama kr?sojums.
 Fig. 8. Hifa izaugum? (anteridij?) izveidojas gametas. Ar X apz?m?ta izeja
 no anteridija. X 812.
 Fig. 9. Oogons ar neapaug?ot?m oo?f?r?m. Gametas pa burbi??m iek??st
 oogon?. X 500.
 Fig. 10. Oogons ar apaug?ot?m oo?f?r?m. P?d?j?m radusies biez?ka ?r?j?
 membr?na un to saturam ir ?patn?ja strukt?ra. X 500. Fig. 10 a ?
 oosf?r? pa da?ai iek?uvusi gameta. X 500. Fig. 10b ? gameta
 jau nok?uvusi oosf?r?. X 500. Fig. 10 b ? blakus oogonam div-
 ciliju zoosporas dal?s izveidojot gametas. X 812.
 Fig. 11. Oogons ar oospor?m. Oogona burbi?u membr?na, pa kur?m iek?u-
 vu?as gametas oogon?, ieliekta. Divu aug??jo burbi?u membr?na
 neboj?ta. X 500.
 Fig. 12. Oogons ar div?m neapaug?ot?m oo?f?r?m. Gameta virz?s caur bur-
 bi?u oogon?. 12a ? gameta ar 1 ciliju. X 500.
 Fig. 13a. Apaug?ota oosfera ar 2 kodoliem. (Grama kr?sojums). X 500.
 13b. Oogon? oosporas d?gst, izveidojot hifus. X 290.
 Fig. 14. Jauns oogons ar neizveidot?m oo?f?r?m att?sta hifus bar?bas viel?m
 bag?t? vid?. X 55.
 Fig. 15. Kult?r? ?r?ju apst?k?u d?? nav notikusi oosf?ru izveido?an?s. ??dam
 neatt?st?tam oogonam da?reiz pieaug kl?t blakus hifi k? pseudoante-
 ridiji. Ar? viena izd?gusi zoospora tuv?j? sporangij? pieaugusi ar
 hifu kl?t oogonam. Zoospora te funkcion? ar? k? pseudoanteridijs.
 Nenorm?lais oogons t?l?k neizveidojas, bet ieaugu?o hifu pinums
 v?l?k rezorb? oogona saturu. X 290.
 111
Archilegnia latvica.

Key to the East Baltic*) Species of
 Alchemilla.
 By A. Z ? melis .
 1. Rhizomatous perennials with long petioled basal leaves
 arranged in a rosette; stamens 4 2
 ?.
 Annual without leaf rosette; stems 3?lo cm long, densely
 covered throughout their length with short petioled or pe-
 tiolless leaves; stamens 1 . . . 21. A. arvensis (L.) Scop.
 2. Pedicels and urceoles hairy; laminae of the rosette-leaves
 orbicular with short and rounded lobes, very densely hairy ;
 lobes each side with 4?6 teeth; stipules at the base of
 the plant brownish (when deep wine-red see 12) .... 3
 ?. Pedicels in the lower part and urceoles hairy; laminae of the rosette-leaves
 reniform with short lobes, densely hairy, grey-green; lobes each side
 with 3?5 teeth; stipules at the base of the plant brownish; stems and
 petioles with reverse hairs; urceoles obconic or campanulate; (similar
 to A. hirsuticaulis) - A. egens Juz.
 1)
 ?. Pedicels hairy only at the base; laminae of the rosette-leaves orbicular,
 underside almost silky-hairy, with reverse hairs on the veins, upper-
 side grey-green; lobes each
 side with 7?9 teeth; stems and petioles
 thickly clad with reverse hairs, almost villous; urceoles semiglobose,
 thickly clad with hairs on the tubercles . . . A. gibberulosaLindb. fil.
 2)
 ?. Pedicels glabrous, rarely with some hairs (when hairy
 see 11) . 4
 3. Stems 10?20 cm long, like the petioles densely clad with
 erect hairs (when with appressed hairs : f. adpresse-pilosa
 Reinthal f.- nova)3); laminae of the rosette-leaves without
 deep clefts between the lobes, undulate; stipules of the
 stem-leaves toothed
 ....
 I. A. pubescens (Lam.) Bus.
 ?. Stems 15?25 cm long, like the petioles densely clad with
 perpendicularly spreading (or suberect) hairs; laminae of the
 rosette-leaves with c. 4 mm deep clefts between the lobes,
 flat; stipules of the stem-leaves palmated
 2. A. hirsuticaulis Linb. fil.
 *) Esthonian, Latvian and Lithuanian.
 1 ) Central Russia (Simbirsk, Saratov); not known in the Baltic States.
 2
 ) Central Russia (Moscow); not known in the Baltic States.
 3
 > Alchemilla pubescens (Lam.) Bus. f. adpresse-pilosa W. J. Reinthal
 (1933 in litteris), f. nova: Lithuania, in declivi sicco ad flumen Nevezys,
 Karyzynie prope Babtai, distr. Kaunas, 16. 6. 1933 leg. W. J. Reinthal (!).
 Acta Horti Bot. Univers. Latv. VIII. 8
4. Urceoles hairy ; laminae of the leaves on the upperside hairy . 5
 ?. Urceoles hairy; laminae of the rosette-leaves on the upperside hairy only
 in the folds and on the vein apex, 9-, rarely 7- or 11-lobed; lobes short
 (c. i/s of the vein length), often subtriangular, each side with 5?7 teeth,
 with 1.5?3.5 mm deep clefts between the lobes; stems and petioles
 with reverse (rarely perpendicularly spreading) hairs, not filiform; stipu-
 les at the base of the plant reddish or pale; (similar to A. strigosula
 and A. filicaulis) : A. Litwinowii Juz. *)
 ?.
 Urceoles glabrous (rarely with some hairs); laminae of the
 rosette-leaves on the upperside hairy or glabrous; lobes
 each side with 6?12 teeth 13
 5. Stems and petioles with erect or appressed hairs; stipules
 at the base of the plant pale or brownish 6
 ?.
 Stems and petioles with perpendicularly spreading (or sub-
 erect) hairs; lobes of the rosette-leaves each side with
 6?9 teeth 8
 6. Stems stout, considerably longer than the rosette-leaves;
 laminae of the rosette-leaves bright-green, lobes each side
 with 5?9 teeth . . . . 7
 ?.
 Stems thin, scarcely longer than the rosette-leaves; laminae
 of the rosette-leaves on the upperside grey-green, underside
 blue green, reniform, with c. 3?7 mm deep clefts between
 the lobes; lobes each side with 4?6 teeth
 3. A. plicata Bus.
 7. Laminae of the rosette-leaves reniform, with very short lo-
 bes, without clefts between the lobes; inflorescence with
 loose flower clusters
 . .
 4. A.propinqua Lindb. fil. in J?z.
 ?. Laminae of the rosette-leaves orbicular, with very long lobes, with clefts
 between the lobes; inflorescence with dense flower clusters
 A. conglobata Lindb. fil.
 2)
 8. Stipules at the base of the plant pale or brownish; laminae
 of the rosette-leaves 9-, rarely 11- lobed; stems not fi-
 liform
 . .
 .
 9
 ?. Stipules at the base of plant deep wine-red; laminae of the
 rosette-leaves 7- rarely 9- lobed; stems filiform .... 12
 9. Laminae of the rosette-leaves on the upperside sparsely hairy,
 with short (c.
 1/*?
 x
 /b of the vein length) lobes 10
 ?.
 Laminae of the rosette-leaves on the upperside densely hairy,
 with long lobes 11
 1) Central Russia (Ivanovsk); not known in the Baltic States.
 2) North and East Russia (Vologda, Nijni-Novgorod); not known in the
 Baltic States.
 115
10. Stems and petioles stout, arcuate-ascending; (very similar
 to A.propinqud) 5. A. Alechinii Z?m.
 ?. Stems and petioles more slender, stiffly erect
 ...
 A. Basilii P. Smirn.
 (==A. orbiculata Alech., non Ruiz & Pay.
 11. Laminae of the rosette-leaves usually reniform with modera-
 tely long lobes, with blunt teeth, without deep clefts
 between the lobes ; stems very densely (sparsely in inflores-
 cence) clad with perpendicularly spreading hairs; urceoles
 with some hairs 6. A. pastoralis Bus.
 ?. Laminae of the rosette-leaves usually reniform, with very long lobes
 ('/3?V 2 ?f the vein length), with acute teeth, with deep clefts between the
 lobes; stems clad throughout their length with perpendicularly spreading
 hairs; urceoles densely hairy; pedicels of the lower flowers hairy; (si-
 milar to A. pastoralis and A. conglobata) . . A. schistophylla Juz. a)
 ?. Laminae of the rosette-leaves usually orbicular, with very long lobes,
 with blunt teeth, with c. 5 mm deepclefts between the lobes; stems clad
 throughout their length with suberect hairs; urceoles densely hairy
 A. Juzepczukii Alech. 3)
 12. Stems glabrous, at least in the upper part
 14. A. filicaulis Bus.
 ?. Stems, including the inflorescence, hairy
 13. A. minor Huds.4)
 13. Stems and petioles entirely glabrous; laminae of the leaves
 on the upperside hairy, on the underside only at the apex
 of the veins with some appressed hairs, deep green; stipules
 at the base of the plant greenish or pale
 15. A. glabricaulis Lindb. fil.
 ?. Stems and petioles hairy, at least at the base
 ....
 14
 14. Stems and petioles with perpendicularly spreading or erect
 hairs
 ................ ........ . . .
 15
 ?. Stems and petioles with reverse (rarely perpendicularly spreading)
 hairs; laminae of the rosette-leaves light or yellowish green, flat, upper-
 side hairy only in the folds and on the margins, without deep clefts
 between the lobes; lobes short ('/4?
 a/3 of the vein length), each side with
 6?B teeth, terminal tooth smaller than the subjacent ones ; stipules at
 the base of the plant pale or brownish; (similar to A. acutangula and
 A. nemoralis) A. decalvans Juz.
 5
 )
 ?. Stems and petioles with reverse hairs 24
 ?.
 Stems and petioles with appressed hairs 29
 J ) East Russia (Nijni-Novgorod !); not known in the Baltic States.
 2) Central Russia (Moscow); not known in the Baltic States.
 3) East Russia (Nijni-Novgorod!); not known in the Baltic States.
 4
 ) Lithuania: Jani?kelis (Bir?u apr.), Trakelio mi?kel., 1932 leg.
 P. Snarskis (!); not known so far in Latvia and Esthonia.
 5) Central and East Russia (Penza, Orenburg); not known in the Baltic
 States.
 8*
 116
15. Laminae of the leaves on the upperside hairy, at least in
 the folds 16
 ?. Laminae of the rosette-leaves on the upperside glabrous (rarely
 with some hairs in the folds and on the margins of the
 lobes), underside hairy, reniform to semilunar or roundish
 reniform, V5-1/2 broader than long; lobes shortish, almost
 trapezoid; inflorescence very branched, with many very small,
 2.5?3.5 mm broad, flowers; stems and petioles with
 perpendicularly spreading or suberect (in autumn almost
 appressed) hairs ...... 16. A. pratensis Schmidt
 1)
 16. Stipules at the base of the plant deep wine-red, leaves
 on the upperside over the whole surface hairy .... 17
 ?. Stipules at the base of the plant pale or brownish; stems and
 petioles with usually perpendicularly spreading hairs . . 18
 17. Stems and petioles with usually erect (rarely perpendicularly
 spreading) hairs; leaves deep green; lobes long; urceoles
 4?4.5 mm broad, 3.5?4 mm long; pedicels 2?5 mm long
 7. A. micans Bus.
 ?. Stems and petioles with perpendicularly spreading (or suberect) hairs;
 leaves grey-green; lobes short, obtuse; urceoles smaller, 2.5?4 mm
 broad, 2?3 mm long; pedicels I?3 mm long A. Lindbergiana Juz.
 2)
 18. Laminae of all, including outer rosette-leaves, on the
 upperside over the whole surface densely hairy, grey-green,
 usually reniform, with moderately long lobes; stem-leaves small
 6. A. pastoralis Bus.
 ?. Laminae of the rosette-leaves on the upperside hairy to subgla-
 brous, outer leaves on the upperside glabrous orhairy onlyin the
 folds, yellowish to deep green; stem-leaves well developed . 19
 19. Laminae of the rosette-leaves roundlish or roundish reni-
 form, 1/io?
 l
 /? (73) broader than long, lobes long or
 short 20
 ?. Laminaeof the rosette-leaves reniformor semilunar, (
 J
 /s) V broader than
 long, lobes short, obtuse 23
 20. Lobes of the rosette-leaves long . 21
 ?. Lobes of the rosette-leaves very short, lower lobes
 ]/7?l/6, upper lobes
 */4 of the vein length, obtuse, the highest ones semicircular, each side with
 7?9 short, broad, blunt teeth; laminae thick, yellowish green, with deep
 green veins; stems stout, 20?50 cm long; urceoles small, 2.5?3 mm
 long, 2.7?3 mm broad A. crinita Bus.
 3)
 x ) In Esthonia probably not distributed.
 2) Distributed from Central Russia (Moscow a. c. !) to West Siberia
 (Tobolsk); not known in the Baltic States.
 3
 ) Distributed in Central Europa (!), probably also in Poland ; not known
 in the Baltic States.
 117
21. Sterns 20?50 cm long 22
 ?. Stems 15?30 cm long, stout, usually reddish; leaves light or yellowish
 green, somewhat undulate; lobes 7?9, moderately long (c. V 3 of the
 vein length), each side with 7 (rarely 6) acute teeth; lower stem-leaves
 with rather long petioles; flowers fairly small, 2?4 mm long, 2.5?4.5
 broad, urceoles 1?2.5 mm long; (similar to A. acutangula)
 A. leiophylla Juz.1)
 ?. Stems 4?25 cm long, thin; leaves deep green, flat; lobes 7?9 (rarely
 11 incomplete), long (V3?!/2 of the vein length), each side with s?B
 acute teeth ; stem-leaves moderately developed, short petioled; flowers
 very small, 2?3 mm long, 2.5?3.5 broad; urceoles I?2 mm long;
 (similar to A. heptagona and A. subcrenata)>> . . . A. stellaris Juz.2)
 22. Laminae of the rosette-leaves flat, thick; lobes 9?ll (rarely
 13 incomplete), usually very long, acute,
 1
 /3-2/5 ?f *ne
 vein length, each side with B?l28?12 acute, scalariform teeth;
 stems stout ; lower stem-leaves long petioled ; urceoles
 3?3.5 mm long, c. 3.5 mm broad
 8. A. acutangula Bus.
 ?.
 Laminae of the rosette-leaves undulate, thin ; lobes 9 (rarely
 11 incomplete), longish, at the apex rounded,
 I
 ?
 2
 /s of
 the vein length, each side with s?B blunt teeth; stem
 thin; lower stem-leaves shorter petioled; urceoles smaller,
 2.5?3 mm long, 2.7?3 mm broad
 9. A. subcrenata Bus.
 23. Laminae of the rosette-leaves yellowish green, flat, lobes each side with
 7?9 teeth; stems 20?50 cm long A. nemoralis Alech.3)
 ?. Laminae of the rosette-leaves deep green, undulate, lobes each side with
 4?7 teeth; stems 15?30 cm long A. semilunaris Alech.4)
 24. Laminae of the rosette-leaves with c. 2?5 mm deep clefts
 between the lobes; stipules at the base of the plant reddish 25
 ?. Laminae of the rosette-leaves without clefts between the lobes,
 deep green, usually septangular, flat (rarely folded); lobes
 broad triangular; stem thin; stem-leaves well developed;
 stipules at the base of the plant usually pale or greenish
 (rarely reddish); urceoles 2.5 ? 3 mm long
 11. A. heptagona Juz.
 25. Laminae of the rosette-leaves green 26
 ?. Laminae of the rosette-leaves blue-green, undulate, over
 both sides sparsely hairy, reniform to roundish; lobes short,
 obtuse, usually truncated; terminal tooth smaller than the
 subjacent ones; stems 12?50 cm long, in the upper part
 J ) Central and East Russia (Vjatka, Ivanovsk); not known in the Baltic
 States.
 2 ) Central Russia (TVerj, Moscow); not known in the Baltic States.
 3 ) East Russia (NijnNNovgorodl); not known in the Baltic States.
 4
 ) Central Russia (Moscow!); not known in the Baltic States.
 118
almost glabrous; stem-leaves very well developed, truncated;
 urceoles 1?2.5 mm long . . 10. A. cymatophylla Juz.
 26. Laminae of the rosette-leaves undulate, yellowish or light
 green, orbicular, upperside with thick velvety hairs; stem-
 leaves small; stems 10?30 cm long; urceoles 3?4 mm
 long A. strigosula Bus., Lindb. fil.
 sensu amplu .... 27
 ?. Laminae of the rosette-leaves flat, pure or deep green, lobes short,
 truncated; stem-leaves well developed, lobes short, truncated ; whole
 plant, except urceoles and thickly clad with soft hairs
 A. breviloba Lindb. fil.1 )
 27. Stems in the upper part hairy 28
 ?. Stems in the upper part glabrous .. A. strigosula Bus. sensu strictu 2)
 28. Lobes of all rosette-leaves rounded
 12. A. sarmatica Juz. ad inter.
 ?. Lobes of the interior rosette-leaves longish .. A. subglobosa Westerl. 3)
 29. Laminae of the leaves on the upperside appressed hairy,
 underside appressed hairy on the veins along their whole
 length; stems almost along their whole length appressed
 hairy; stem-leaves usually well developed ...... 30
 ?. Laminae of the leaves on the upperside glabrous; stems in
 the upper part glabrous (see also 15) .31
 30. Laminae of the rosette-leaves roundish or roundish-reniform,
 upperside hairy usually only in the folds, flat; lobes usually
 very long, acute, each side with B?l2 acute, scalariform
 teeth, terminal tooth as long as the subjacent ones ; without
 clefts between the lobes; stems erect; inflorescence with loose
 flower clusters; urceoles sometimes with some hairs (see
 also 15?22) . . 8-a. A. acutangula Bus. f. adpresse-pilosa
 Lindb. fil.
 ?* Laminae of the rosette-leaves usually reniform, upperside
 sparsely hairy over the whole surface, undulate; lobes short,
 rounded, each side with (6)7?9(10) short, usually blunt
 teeth, terminal tooth smaller than the subjacent ones;
 without clefts between the lobes; stems arcuate-erect or decum-
 bent; inflorescence with dense and spherical flower clusters;
 urceoles glabrous . . . . ... 17. A. glomerulans Bus.
 ! ) Central Russia (Tambow); not known in Baltic. States, confused
 (H. Lindberg in K. Stares 1926) with A. cymatophylla Juz.. (see.
 A. Z?melis & A. Kvite 1930, p. 100). ;: 0
 2) Switzerland; not known in the Baltic States.
 3) Sweden; not known jn the Baltic States. '
 119
?. Laminae of the rosette-leaves usually reniform, upperside hairy only in
 the folds and on the margins, underside usually appressed silky-hairy on
 the vein
 apex and on the lateral lobes ; somewhat undulate; lobes
 short 0/5?2/7 of the vein length), rounded or usually truncate; each side
 with 7?lo small, acute teeth, terminal tooth almost as long as the sub-
 jacent ones, with clefts between the lobes; inflorescence with loose flower
 clusters, urceoles glabrous; (similar to A. Wichurae and A. oxyodonta)
 A. psiloneura Juz.3 )
 31. Laminae of the leaves on the underside appressed silky-hairy
 on the veins along their whole length, light green; the
 silky-appressed hairs on the stems reach up to the inflorescence
 to 2nd or even 3rd branch 32
 ?.
 Laminae of the leaves on the underside with some
 silky-appressed hairs only on the vein apex, light green; stems
 usually only on the Ist internode with some silky-appressed
 hairs ; teeth acute, somewhat contracted at the base, terminal
 tooth smaller and shorter than the subjacent ones
 20. A. alpestris Schmidt2)
 32. Laminae of the leaves deep blue-green, with blunt teeth,
 terminal tooth smaller and shorter than the subjacent ones;
 inflorescence narrow, flowers yellowish, calyx segments
 broad and short 19. A. obtusa Bus. 8 )
 ?. Laminae of the leaves usually light green, with very acute
 teeth, terminal tooth as long as the subjacent ones;
 inflorescencee broad, flowers greenish, calyx segments
 narrow.
 .
 A. acutidens Bus., Lindb. fil. sensu amplu . . 33
 33. Laminae of the rosette-leaves moderately deeply (to
 1
 /??
 2/s)
 divided, roundish 34
 ?. Laminae of the rosette-leaves deeply (to ]/2?3/5 ) divided 35
 34. Laminae of the rosette-leaves with Y-form clefts between
 the lobes 18. A. Wichurae Bus.
 ?. Laminae of the rosette-leaves without Y-form clefts between the lobes
 A. oxyodonta Bus.
 4
 )
 35. Laminae of the rosette-leaves roundish-reniform, lobes moderately long
 A. acutidens Bus.5)
 ?. Laminae of the rosette-leaves usually semilunar, lobes very long
 A. Murbeckiana Bus.4)
 5 ) Central Russia (Tverj); not known in the Baltic States.
 2) In Esthonia probably not distributed.
 3
 ) In Lithuania probably not distributed.
 4
 ) North Europe (see R. Braaten 1928); not known in the Baltic
 States.
 5 ) Switzerland ; not known in the Baltic States.
 120
Distribution of the species of Alchemilla in Latvia (Latvija): ? ? re-
 corded, O ? not yet recorded, but detection highly probable, ? ? detection
 possible, ? detection hardly probable.
 121
 Province Kurzeme Zemgale Vidzeme Latgale
 District
 3S i2
 ? n 3 ? 73
 3 J?
 n
 "> 13 03
 n? ?IS?
 es
 _
 ,SPi<u 13 es J2
 W)
 aj NJ 73
 3 NU 3
 w kl13 5
 Alchemilla
 1. A. pubescens (Lam.) Bus. @?o@@ ????? ????? ??O?
 * f. adpresse-pilosa Reinthal ? ? ? ? ? ? ? ? ? ? ? ? ? ? ? ? ? ? ?
 2. A hirsuticaulis Lindb. fil. ?O ?oo?
 3. A plicata Bus. ?oo?? ? ? ?? ? ????? o?o?
 4. A propinqua Lindb. fil. ? ? ? ? ? ? ? ? ? ? ? ? ? ? @ ? ? ? ?
 5. A Alechinii Zam. ? ? ? ? ? ?????? ? ? ? ? ? ? ? ? ?
 6. A pastoralis Bus.
 7. A micans Bus.
 ?o?e? ????? ????? oe? ?
 ?oo?? 00??? ????? ??o*
 8. A acutangula Bus. ??o?e ? ? ?? ? ????? ??o*
 * f. adpresse-pilosaLindb. fil.
 9. A subcrenata Bus.
 ? ? ? ? ? ? ? ? ? ?
 o?ooo
 ? ? ? ? ? ? ? ?
 ?
 ooott ?OOO? oooo
 10. A heptagona Juz. oo ???oo OOO
 11. A cymatophylla Juz. ? ? ? ? ? ? OOO? ????? OOO
 12. A strigosula Bus., s. ampL ?ooot o?ooo ootot OOO
 13. A mz'nor Huds. ? ? - ? ?
 14. A. filicaulis Bus. ?ooto ?? ? ? ?o?o-
 15. A glabricaulis Lindb. fil. ---?O
 16. A. pratensis Schmidt ? ? ?
 17. A glomerulans Bus. -- ? ?? OB ?ooo?
 18. A. Wichurae Bus.
 19. A. obtusa Bus.
 20. A. alpestris Schmidt
 --OOO ? o
 ?????
 ???O
 ?
 ?? ?
 21. A arvensis (L.) Scop.
Distribution of the species of Alchemilla in Lithuania (Lietuva) and
 Esthonia (Eesti) ; ? ? recorded, O ? not yet recorded, but detectionhighly
 probable, ? ? detection possible, ? detection hardly probable.
 122
 State isthonia (Eesti)
 E,eo
 U.S. S. Fi.
 District or part
 .2
 ea >
 .2
 CO
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 3
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 C W co
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 1. A. pubescens (Lam.) Bus. oo ooo o ? ?ooo ?O?? oo ? ?
 * f. adpresse-pilosa Reinthal o ? ? ? ? ?????????? ? ? ? ?
 2. A. hirsuticaulis Lindb. fil. ? ? ? ? ? ? ? ??oo? ? O
 3. A. plicata Bus. oo OOO oooooooooo oo ? ?
 4. A. propinqua Lindb. fil. oo ???????OOO ? o
 5. A. Alechinii Zam. ? ? ?????????? ? ?
 6. A. pastoralis Bus. oo OOO oo O O
 7. A. micans Bus. oo OOO oooooooooo oo o o
 8. A. acutangula Bus. oo OOO oooooooooo oo o o
 * f. adpresse-pilosa Lindb. Iii. ? ? ? ? ? ?????????? oo ? ?
 9. A. subcrenata Bus. oo OOO oooooooooo oo ? o
 10. A. heptagona Juz. -- ? -????????? ? O
 11. A. cymatophylla Juz. ? o oooooooooo
 12. A. strigosula Bus., s. ampl. oo OOO oooooooooo ? ?
 ?
 13. A. minor Huds. ? ? ? ?
 14. A. filicaulis Bus. o ? ?o? ???o ? ? ? ? ? ? ?
 15. A. glabricaulis Lindb. fil. -O -?o ? ? ? oo? - ?
 16. A. pratensis Schmidt ?-
 17. A. glomerulans Bus. ? ? ootoooooo? -? O ?
 18, A. Wichurae Bus. -? ? ? ? ??? ? OOtOf? -? o o
 19. A. obtusa Bus. ??? o??ooo?o?o ? ?
 20. A alpsstris Schmidt ? - ? ?
 21. A. arvensis (L.) Scop. o?lo-
Of the Alchemilla species mentioned in this key the following
 are at present cultivated in the Botanic Gardens of the
 University of Latvia (Riga, L. Kandavas iela 2):
 A. pubescens (Lam.) Bus. (from Latvia, Germany),
 A. hirsuticaulis Lindb. fil. (from Latvia, Russia),
 A. plicata Bus. (from Latvia),
 A. propinqua Lindb. fil. in Juz. (from Latvia, Lithuania),
 A. Alechinii Z?m. (from Latvia),
 A. pastoralis Bus. (from Latvia, Lithuania, Germany, Swit-
 zerland),
 A. micans Bus. (from Latvia, Lithuania, Switzerland),
 A. acutangula Bus. (from Latvia, Lithuania),
 A. subcrenata Bus. (from Latvia, Lithuania, Germany, Swit-
 zerland),
 A. crinita Bus. (from Switzerland),
 A. cymatophylla Juz. (from Latvia),
 A. heptagona Juz. (from Latvia, Russia),
 A sarmatica Juz. (from Latvia, Russia),
 A. minor Huds. (from Denmark),
 A. filicaulis Bus. (from Latvia),
 A. glabricaulis Lindb. fil. (from Latvia),
 Scheme of morphological relationship of the East Baltic (underlined) species of
 Alchemilla.
 123
A. pratensis Schmidt (from Latvia, Germany, Denmark,
 Switzerland),
 A. glomerulans Bus. (from Latvia),
 A. Wichurae Bus. (from Latvia),
 A. oxyodonta Bus. (from Russia),
 A. obtusa Bus. (from Latvia),
 A. alpestris Schmidt (from Latvia, Lithuania, Germany).
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 125
Austrumbaltijas apgabala Alchemilla-sugu
 noteik?anas atsl?ga.
 A. Z?melis.
 ?in? atsl?g? ievietotas tikai t?s raskr?sli?u (skreteli?u) su-
 gas, kas l?dz ?im dro?i konstat?tas Baltijas valstu apvien?bas
 robe??s, proti: Igaunij?, Latvij? un Lie tav?. Ang?u
 valod? sast?d?t? atsl?g? ievietotas ar? t?s sugas, kas kaut gan
 l?dz ?im Austrumbaltijas apgabal? nav sastaptas, bet aug pie-
 robe?as valst?s (Somij?, Krievij?, Polij?) un var?tu, varb?t, tikt
 atrastas k?dreiz ar? m?su apgabal?. T?, piem. Alchemilla con-
 globata Lindb. fil., A. oxyodonta Bus. un A. Murbeckiana Bus.
 var sagaid?t Igaunijas pa?os zieme?os, A. crinita Bus. ? Lietavas
 dienvidos, daudzas Vidus-Krievijas sugas, k? A. semilunaris
 Alech., A. schistophylla Juz., A. leiophylla Juz., A. stellaris Juz.,
 A. psiloneura Juz. v. c. ? m?su apgabala austrumos (piem. Lat-
 gales austrumu pierobe?as josl?).
 1. Ilggad?gs augs 2
 ?. Viengad?gs augs 21. A. arvensis (L.) Scop.
 2. Ziedu k?ti spilvaini 3
 ?. Ziedu k?ti kaili 4
 3. Lapas bez dzi??k?m plais?m leveru starp?s (stubl?js un lapu k?ti ar cie?i
 piegulo??m spilv?m: f. adpresse-pilosa Reinthal f. nova 1 ). 1. A. pubescens
 (Lam.) Bus.
 ?. Lapas ar dzi??m (ap 4 mm) plais?m leveru starp? 2. A. hirsuticaulis
 Lindb. fil.
 4. Hipantiji (kausi?i) spilvaini 5
 ?. Hipantiji (kausi?i) kaili 9
 5. Lapu k?ti zem? b?li vai br?ngani . 6
 ?. Lapu k?ti zem? spilgti karminsarkani 8
 6. Stubl?ji un lapu k?ti ar sl?pi uz aug?u st?vo??m spilv?m 7
 ?. Stubl?ji un lapu k?ti ar atspuru??m spilv?m ... 5. A. Alechinii Z?m.
 7. Lapas ar dzi??m (ap 3?7 mm) plais?m leveru starp?s . . 3. A.plicata Bus.
 ?. Lapas bez dzi??k?m plais?m leveru starp?s ...4.A. propinqua Lindb. fil.
 in Juz.
 8. Stubl?ji aug?da?? spilvaini 13. A. minor Huds. 2)
 ?. Stubl?ji aug?da?? kaili 14. A. filicaulis Bus.
 9. Stubl?ji un lapu k?ti spilvaini 10
 ?. Stubl?ji un lapu k?ti kaili 15. A glabricaulis Lindb. fil.
 10. Stubl?ji un lapu k?ti ar atspuru??m vai sl?pi uz aug?u st?vo??m spilv?m 11
 ?. Stubl?ji un lapu k?ti ar uz leju st?vo??m spilv?m 15
 ?. Stubl?ji un lapu k?ti ar m?kst?m, piegulo??m spilv?m 17
 J) Lietava.
 2) Lietav?.
11. Lapas virspuse kailas 16. A. pratensis Schmidt
 1)
 ?. Lapas virspus?, vismaz krok?s, spilvainas 12
 12. Lapu k?ti zem? b?li vai br?ngani 13
 ?. Lapu k?ti zem? spilgti karm?nsarkani I.A. micans Bus.
 13. Lapas virspus? reti, bie?i tikai krok?s, spilvainas 14
 ?. Lapas virspus? viscauri ar biez?m spilv?m 6. A. pastoralis Bus.
 14. Lapu leveres ar B?l28?12 zobi?iem katros s?nos ... 8. A acutangula Bus.
 ?. Lapu leveres ar s?B zobi?iem katros s?nos
 ...
 9. A. subcrenata Bus.
 15. Lapas ar dzi??m (ap 2?5 mm) plais?m leveru starp?s 16
 ?. Lapas bez dzi??k?m plais?m leveru starp?s . ... 11. A. heptagona Juz.
 16. Lapas virspus? v?ji spilvainas 10. A. cymatophylla Juz.
 ?. Lapas virspus? cie?i samtaini spilvainas
 .
 .
 .12. A.strigosula Bus., Lindb.
 fil. s. a.: A. sarmatica Juz. ad inter.
 17. Lapas virspus? ar piegulo??m spilv?m 18
 ?. Lapas virspus? kailas 19
 18. Lapas ar as?m lever?m ... Ba. A. acutangula Bus. f. adpresse-pilosa
 Lindb. fil.
 ?. Lapas ar strup?m lever?m 17. A glomerulans Bus.
 19. Lapas apak?pus? vis? dz?slu garum? spilvainas 20
 ?. Lapas apak?pus? tikai dz?slu galos spilvainas . . 20. A.alpestris Schmidt 2)
 20. Lap?m zobi?i strupi 19. A obtusa Bus. 3 )
 ?. Lap?m zobi?i asi . . ... .. . 18. A acutidens Bus., Lindb. fil. s. a.:
 A Wichurae Bus.
 i.
 Atskaitot A. arvensis, visas p?r?j?s ?in? atsl?g? min?t?s
 raskr?sli?u sugas atrodas kult?r? Latvijas Universit?tes Bot?nisk?
 d?rz?, R?g?, L. Kandavas iel? 2.
 Izdots 1. marta 1935. g.
 Issued Ist March, 1935.
 ') Igaunij? liekas nav sastopama.
 2
 ) Igaunij? liekas nav sastopama.
 3
 ) Lietav? liekas nav sastopama.
 127


Pazi?ojums.
 L. ?. Bot?nisk? d?rza rakstu gada s?jums sast?v no
 tr?s da??m, ko public? p?c iesp?jas, atsevi??i, vai pa div?m
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 jama, maks? Ls 2,?.
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 L. U. Bot?nisk? d?rza direktoram, Alberta iel? Ns 10,
 R?g?.
 Announcement.
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 Universitatis Latviensis consists of three parts which are
 published as material is available, and of which two or
 all three parts may be issued together.
 The Price of the Annual Volume is six lats (gold
 francs) the price of each part, if issued separately,
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 addressed to The Director, Botanic Garden of the Uni-
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